BİTKİSEL GEN KAYNAKLARININ KORUNMA VE KULLANIMINDA

advertisement
BİTKİSEL GEN KAYNAKLARININ KORUNMA VE KULLANIMINDA
YENİ YAKLAŞIMLAR
Murat ÖZGEN1, M. Sait ADAK2,
Gökhan SÖYLEMEZOĞLU3, Hakan ULUKAN4
ÖZET
Bitkisel gen kaynaklarının korunmasında ve ıslah programlarında daha etkin biçimde kullanılmasında son yıllarda moleküler genetik, doku kültürü ve
rekombinant DNA teknolojisi gibi konuları kapsayan teknikler ile yeni olanaklar
sağlanmıştır. Bulma ve toplama; hastalıktan arındırma ve tanı; çoğaltım; tanımlama, değerlendirme ve izleme; depolama; dağıtım gibi genetik materyalin korunması ile ilgili etkinliklerde in vitro teknikler başarıyla kullanılmaktadır. Klasik
yöntemlerle farklı türlerden gen aktarmada en önemli engelleri oluşturan kısırlık,
istenmeyen gen geçişleri ve geniş populasyonda çalışma gibi sorunlar, genetik
mühendisliği teknikleri ile gen aktarılmasıyla tamamen ortadan kaldırılmakta,
ıslah süresinin kısaltılmasının yanında, yabani bitkisel gen kaynaklarından
genitör olarak sonsuz yararlanma olanakları sağlanmaktadır. Tüm bu olumlu
gelişmelere karşın, özellikle toksin üreten bakteriyel kökenli dayanıklılık genlerinin aktarıldığı çeşitlerin kullanılmasında ekolojik dengeye dolayısı ile bitkisel
gen kaynaklarına olabilecek olumsuz etkileri dikkate alınmalı, bu tip çalışmalarda bitkisel kökenli genlere öncelik verilmelidir.
1. GİRİŞ
Nüfusunun 2010 yılında 7 milyar olması beklenilen dünyamızda toplam
250.000 bitki türünden (Swaminathan, 1993) yaklaşık 5000 bitki türü insanların
beslenmesinde kullanılmakla birlikte, bunlardan 1500 türün tarımı yapılmaktadır.
Bu türlerin ise 250’sini kapsayan yaklaşık 250.000 yerel çeşit tüm insanların
kalori gereksinimlerinin büyük bir kısmını karşılamaktadır (Wilkes, 1993). Dünyadaki insanların üçte birinin beslenmeleri ise önemli ölçüde üç tahıla (çeltik,
buğday ve mısır) ve patatese bağlıdır.
1)
Prof. Dr., A.Ü. Ziraat Fakültesi, Tarla Bitkileri Bölümü, Ankara
Doç. Dr., A.Ü. Ziraat Fakültesi, Tarla Bitkileri Bölümü, Ankara
3)
Doç. Dr., A.Ü. Ziraat Fakültesi, Bahçe Bitkileri Bölümü, Ankara
4)
Dr., A.Ü. Ziraat Fakültesi, Tarla Bitkileri Bölümü, Ankara
2)
259
Dünya nüfusunun artmasına paralel olarak, bu bitkilerin üretimlerinin de
artırılması bir zorunluluktur. Klasik bitki ıslahı programları ile geliştirilen verimli
ve kaliteli çeşitlerle insanların beslenme gereksinimleri karşılanmış olup çalışmalar günümüzde de hızla sürmektedir. Buna karşın dünya tarımı değişen
biyotik ve abiyotik çevresel baskılar nedeniyle ciddi sorunlarla karşı karşıyadır.
Gelecekte ortaya çıkabilecek olan yeni hastalık ve zararlılar ile toprak ve atmosferde oluşan değişikliklerin bitkilere olan etkileri önceden bilinemez.
Dolayısı ile, bu yeni koşullara uyum sağlayacak çeşitlerin geliştirilmesinde kullanılacak olan genlerin de neler olacağını tahmin etmek olanaksızdır. Kültür
çeşitleri, gen yapıları bakımından homojen hale gelmiş olup, ilkel formlara
ve yabani akrabalarına
oranla çok daha az genetik çeşitlilik içermektedir. Yabani türler ise, geniş
bir genetik tabanı olan ve kültür bitkilerinin ileride çıkabilecek sorunlarının giderilmesinde ya da bitkilere yeni özelliklerin kazandırılmasında önemli birer kaynak oluşturan gen depolarıdır (Özgen ve ark., 1995). Bu nedenle, geleceğin gen
kaynaklarını oluşturacak olan tüm bitkisel materyali koruma altına alma çalışmalarına, bugünün insanlarının en önemli görevi olarak bakılmaktadır.
Florasında 163 familyaya ilişkin 1225 cins ve 9000 tür bulunan ve bunlardan 3000 türü endemik nitelikte olan Türkiye’nin; 203 familyaya bağlı 2.500’ü
endemik 12.000 türe sahip tüm Avrupa ülkeleri ile karşılaştırıldığında bitkisel
gen kaynakları bakımından ne kadar zengin bir ülke konumunda olduğu kolaylıkla anlaşılır. Bu nedenle, genetik materyalin korunması ve kullanımına ilişkin
çalışmaların Türkiye için ayrı bir önemi vardır.
Bitkisel gen kaynaklarının korunmasında ve ıslah programlarında daha etkin biçimde kullanılmasında son yıllarda yeni teknoloji adı verilen, moleküler
genetik, doku kültürü ve rekombinant DNA teknolojisi gibi konuları kapsayan
teknikler ile yeni olanaklar sağlanmıştır. Günümüzde bitkisel açıdan yeni teknolojileri, biyoloji, kimya ve mühendislik temel bilim dallarının içerisinde yer alan
genetik, mikrobiyoloji, moleküler biyoloji, hücre ve doku kültürü, bileşikler,
madde ve enzim teknolojisi konularını kapsayan; organizma, biyolojik yöntem
ve biyolojik sistemler aracılığı ile bitkisel üretim yapmak demek olan
biyoteknoloji ile; bitkisel kalıtım materyalinin belirleme, izolasyon ve aktarma
çalışmalarını temel alan genetik mühendisliği teknikleri oluşturmaktadır.
Bitkisel gen kaynaklarından doğrudan ya da genitör olarak günümüze kadar çeşitli şekillerde yararlanılmıştır. Ancak daha bir çok tür, özelliklerinin tam
olarak bilinmemesi ya da gen aktarımındaki bazı güçlükler nedeni ile kullanılamamaktadır. Yeni teknolojilerin bu sorunlara çözüm getirmesi, özellikle bitki ıslahı tekniklerine yeni olanaklar sağlayacağından, bitkisel gen kaynaklarının
daha etkin bir biçimde değerlendirilmesi söz konusu olacaktır. Bu durum bitkisel
gen kaynaklarının gelecekteki önemini de açıkca göstermektedir.
260
2. BİTKİSEL GEN KAYNAKLARININ KORUNMASINDA YENİ
TEKNOLOJİLER
Tüm dünyanın sorunu haline gelen bitkisel gen kaynaklarının korunması,
özellikle son 20 yıldan beri gündemde en çok kalan konulardan biri olmuştur.
Bitkisel gen kaynaklarının, özellikle yabani türlerin korunması, gelecekte yapılacak olan bitki ıslahı çalışmaları için son derece önemlidir. Başarılı bir koruma
öncelikle bu kaynakların miktarının ve risk durumlarının saptanarak koruma önceliklerinin belirlenmesine bağlıdır. Günümüzde bitkisel gen kaynakları yapay
koruma (ex situ), doğal koruma (in situ) ve botanik bahçeleri şeklinde olmak
üzere başlıca 3 klasik teknikle korunmaya çalışılmaktadır. Türkiye’de de yapay
koruma tekniğinin en yaygın biçimi olan gen bankaları tekniği ile bir çok materyal koruma altına alınmakla birlikte, bitkisel gen kaynakları bakımından çok
zengin olan ülkemizde bunun yeterli olduğu söylenemez. Halen 100'e yakın
cinse bağlı 200 türden yaklaşık 30.000 materyal uluslararası ya da ulusal gen
bankalarında korunmaya çalışılmaktadır. Türkiye’de bitkisel gen kaynaklarının
doğal olarak korunması ise 1999 yılı verilerine göre, 30 milli park, 12 tabiat
parkı, 32 tabiatı koruma alanı, 54 tabiat anıtı ve 12 özel çevre koruma alanı ile
yapılmaktadır (Anonim, 1999).
Dünyada son yıllarda ise yeni teknolojilerden yararlanılarak bitkisel gen
kaynaklarının korunmasına yeni boyutlar getirilmiştir. Bitkilerin çeşitli dokularının, dokularından elde edilen bitkiciklerin ya da bu bitkilere ilişkin çiçektozlarının
kültür ortamında saklanmasını içeren in vitro teknikler özellikle vejetatif olarak
üretilen bitkilere, kurutmaya ve soğuk ortamda saklanmaya uygun olmayan
“inatçı” tohumlu türler ile, çok büyük ya da olgunlaşma süresi çok uzun olan sert
kabuklu bitkilere uygulanmaya başlanmıştır.
Bitkisel gen kaynaklarının korunmasındaki temel prensipleri, uzun süre
depolanabilme, canlılık kayıplarının en az olması, çok sayıda örneğin depolanması, bakım çalışmalarının ve maliyetin düşük olması oluşturmaktadır. Çok az
sayıda tür için bu prensipleri yerine getirme olanağı olmakla birlikte, genelde
klasik yöntemlerle korumada bu koşullar bakımından önemli sorunlarla karşılaşılmaktadır. Özellikle tohumları kurutulmaya ve soğukta depolamaya uygun olmayan “inatçı” türler için uzun süreli depolama hemen hemen olanaksızdır.
Vejetatif olarak üretilen türlerin depolanmasında ise, özellikle gen bankasında
kapladıkları alanın büyüklüğü, maliyetin yüksekliği, tohum üretiminin güçlüğü ve
genetik özelliklerin heterozigot olması gibi etkenler önemli sorunlar oluşturmaktadır. Bu nedenlerle, özellikle inatçı tohumlara sahip ya da vejetatif olarak üretilen türlerin in vitro tekniklerden yararlanılarak korunması kaçınılmaz hale gelmiştir. Bitkisel gen kaynaklarının in vitro tekniklerle korunması sadece depolama
olarak değil, toplama işleminden kullanmaya kadar geçen tüm süreç içerisinde
değerlendirilmelidir. Buna göre 6 aşama söz konusudur (Withers, 1994).
261
a) Bulma ve Toplama
Gen kaynaklarında genetik çeşitliliğin tam olarak belirlenmesinde ve toplamanın sorun olduğu vejetatif üreyen ya da inatçı tip tohumlara sahip olan bitkilerin toplanmasında karşılaşılan sorunların çözümünde, in vitro tekniklerin uygulanması önemli katkı sağlamaktadır. Biyokimyasal ve moleküler tekniklerden
yararlanılarak genetik çeşitlilik tam olarak belirlenebilmekte, genetik materyal
sınıflandırılmakta ve aynı materyalin toplanması önlenmektedir. Örneğin, son
yıllarda domateste “RFLP” tekniğinden yararlanılarak yapılan çeşitlilik belirleme
çalışmaları ile klasik yöntemlere göre 20 kat daha fazla genin koleksiyona katılması sağlanmıştır (Miller ve Tanksley, 1990). Öte yandan herbaryum gibi canlı
olmayan materyalden DNA örneklerinin alınıp eldeki materyalle karşılaştırılması
da genetik materyalin tanınmasında önemli bir etken olmuştur.
Vejetatif olarak çoğaltılan ya da inatçı tohumlara sahip bitkilerden örnekler
klasik tekniklerle genellikle karışık ve çok miktarda alınmaktadır. Toprağı ile birlikte alınması nedeniyle de örneklerde hastalık riski artmaktadır. Bu materyalin
toplama sırasında tam olgunlaşmış olmaması ya da zarar görmüş olması da
toplamayı olanaksız hale getirmektedir. In vitro toplama tekniklerinde ise bu sorunlar söz konusu olmayıp (Withers, 1993); bitkinin herhangi bir döneminde örnek alınabilmektedir. In vitro toplama, laboratuvar koşullarına gerek göstermeyen inokulasyon ya da kültüre alma teknikleriyle basit biçimde yapılabilir. Alınan
örnekler yüzeylerindeki bulaşmalardan arındırılmak amacıyla daha önceden
hazırlanmış steril su ile yıkanır ve içerisinde fungisit bulunan ortamlara yerleştirilir. Bu ortamlar önceden plastik ve vida kapaklı tüplerde laboratuvarda hazırlanmaktadır (Yidana ve ark., 1987).
Bilindiği gibi, bitkisel gen kaynaklarının korunmasında temel prensibi, en
az genetik kayıpla en uzun depolamayı sağlamak oluşturduğundan, kültüre alınacak bitki parçalarının (eksplantların) da buna göre seçilmesi gerekir. İnatçı
tohumlara sahip bitkiler genellikle embriyo örnekleri şeklinde toplanmaktadır.
Kalsiyum hipoklorit ile steril edilen embriyolar, steril su ile yıkandıktan sonra
tuzlu solusyonlarda muhafaza edilebilmektedir. Tüm bu işlemler steril kabin olmaksızın normal koşullarda yapılabilmektedir.
b) Hastalıktan Arındırma ve Tanı
Gen bankasına getirilen genetik materyalin, genbankaları ya da kullanıcılar
arasında sağlıklı bir şekilde naklinin sağlanabilmesi için hastalık durumunun
belirlenmesi ve karantina koşulları altında korunması gerekmektedir. Bu koşullar Dünya Gıda ve Tarım Örgütü (FAO) tarafından belirlenmiştir (Frison ve
Putter, 1988). Vejetatif olarak çoğalan bitkilere ilişkin örneklerin toplanması ve
taşınması bu bakımdan da önemli risklere sahiptir. Bu tip riskli materyali hastalıktan arındırmada kullanılan en etkili yöntemlerden biri, meristem kültürünün
yapılmasıdır. Genetik materyalin In vitro külltürü formunda dağıtımının yapılması, hastalıkların yayılmasını önlemek açısından da en etkili yöntemdir. Günü262
müzde hastalık etmenleri “ELISA” testleri, nükleik asit teknolojisi, biyokimyasal
ve moleküler yöntemlerle kesin olarak belirlenebilmekte ve hangi tip in vitro tekniğin uygulanması gerektiğine önceden karar verilebilmektedir.
c) Çoğaltım
In vitro çoğaltım teknikleri, vejetatif üreyen bitkilerde, inatçı tip tohumlara
sahip türlerde ve tohum miktarı az olan materyalde hızlı ve güvenli bir biçimde
üretim yapmak için başarıyla kullanılabilir. Somatik olarak üretilen bu materyalde genetik değişimin olmaması, materyalin istenildiği kadar miktarda ve sıklıkta
üretilmesine olanak sağlamaktadır. Bilindiği gibi, genetik materyalin yeterli miktarda toplanamadığı, dağıtımının fazla yapıldığı ya da uzun süreli olarak depolandığı durumlarda yeniden üretilmesine gereksinim duyulmaktadır. Bu üretimin
tohumla yapılması halinde, bitkinin genetik değişimlere açık olması nedeniyle
her üretimde orijinal genetik yapısından biraz daha uzaklaşma riski söz konusu
olmaktadır. Bu nedenle, in vitro tekniklerle çoğaltım yapmak, vejetatif üreyen ya
da inatçı özellikteki materyalde olduğu kadar, tohumla üretimi halinde genetik
özelliklerini kaybetmesinin söz konusu olacağı her türlü bitkinin üretilmesinde de
büyük önem taşımaktadır. In vitro tekniklerle çoğaltılmış materyalin bu haliyle
depolanabilmesi de in vitro çoğaltımın tercih edilmesinin bir başka nedenidir.
d) Tanımlama, Değerlendirme ve İzleme
Bitkisel gen kaynaklarının korunma ve kullanım programlarındaki başarı,
toplanan materyalin cins ve tür özelliklerinin sistematik biçimde belirlenmesine,
bu konudaki kayıtların ayrıntılı bir biçimde tutulmasına ve materyaldeki genetik
değişimin izlenmesine bağlıdır. İzlemenin iki temel amacı vardır. Birincisi, yıllara
göre materyalde oluşabilecek değişikliklerin belirlenmesi; ikincisi ise, kullanım
için gerekli olan özelliklerin saptanmasıdır. Agronomik karakterler genellikle
polimorfik yapıda olduğundan çevreden önemli ölçüde etkilenirler. Bu nedenle
genetik değişiklikleri izlemenin önemi büyüktür.
Klasik anlamda izleme kalitatif ve kantitatif olamak üzere iki grup altında
yapılmaktadır. Son 10 yılda ise buna biyokimyasal ve moleküler karakterizasyon
da ilave edilmiştir (Rao ve Riley, 1994). Bu yeni tekniklerin, çevresel koşullardan
etkilenmemesi, analizin bitkinin herhangi bir parçasında ya da büyüme döneminde yapılabilmesi, analiz sayısının zamanla ve materyalle sınırlı olmaması,
analizin bitkinin çok küçük örneklerinde yapılabilmesi, DNA analizleri ile
stabilitenin en duyarlı biçimde belirlenebilmesi ve cansız örneklerde de
karakterizasyonun yapılabilmesi gibi olumlu özelliklerinin yanında; geniş bir genetik tarama için uygun olmaması, sonuçların genomun çok küçük bir bölümünü
karakterize etmesi ve agronomik önemi olan genlerin analizinde istenilen düzeye gelinmemiş olunması gibi olumsuz özellikleri de vardır.
Biyoteknolojik karakterizasyon çalışmaları sayesinde aynı materyalin gen
bankasına girişi engellenir, genotiplerin tam olarak “parmakizi” oluşturulur, gen
bankasında ya da doğal koşullarda genetik çeşitlilik belirlenir ve büyük koleksi263
yonlarda çeşitliliğin önemli bir kısmını en az örnekle temsil edebilen çekirdek
koleksiyonlar oluşturulur (Dodds ve Watanabe, 1990).
Bitkisel gen kaynakları tohum halinde ya da in vitro koşullarda depolandıklarında klasik anlamda izlenmeleri için mutlaka tarla koşullarına alınmaları
test edilmeleri gerekir. Bitkiler in vitro ortama aktarıldıklarında ise fenotipik özellikleri belirlenemez duruma gelir. Bu koşullardaki morfolojik yapı bitkinin orijinal
özelliklerini yansıtmaz. Bu durumda bitkilerin rejenere edilerek tarla koşullarına
alınması ve normal yapısına ulaştıktan sonra incelenmesi gerekir. Çok az da
olsa ortaya çıkabilecek somaklonal varyasyonların incelenmesi için kültür halinde depolanan genetik materyalin belirli aralıklarla bu işleme tabi tutulması pratik
olmadığı kadar yüksek maliyeti de gerektirmektedir. Kültüre alınmış materyale
uygulanacak olan izleme yöntemleri kolay, hızlı ve ekonomik olmalıdır. Biyoloji
ve biyokimya bilimlerinde olduğu kadar, bilgi teknolojisindeki gelişmeler de bu
konuda yeni olanaklar sağlamaktadır. Günümüzde doğru, geniş dağılımlı ve
güvenilir izleme bilgilerine izoenzim analizleri gibi biyokimyasal yöntemlerle, ya
da “RAPD”, “RFLP” ve “PCR” gibi moleküler tekniklerle ulaşılabilmektedir. Bu
tekniklerle genetik materyalde DNA düzeyindeki en küçük değişiklikler bile belirlenebilir. Özellikle daha hızlı ve ucuz olan “RAPD” tekniği genetik materyalin
izlenmesinde önemli gelişmeler sağlamıştır. Bitki parçalarına ya da onlardan
hazırlanan solusyonlara uygulanarak bir günlük çalışma ile sonuçların alınabildiği bu teknikler, gen bankasına giren materyalin gen düzeyinde korunmasına
ve izlenmesine olanak sağlamaktadır.
e) Depolama
In vitro teknikler 1980’li yılların başında fizyolojik çalışmalarda, vejetatif
çoğaltımda, hastalıksız bitki üretiminde ve genetk manipulasyonlarda kullanılmaya başlanmıştır. Daha sonra, özel genotiplerin depolanmasında başarılı olan
in vitro teknikler, kurutmaya ve soğukta depolanmaya uygun olmayan inatçı tohumlar ile sadece vejetatif olarak üretilebilen sorunlu gen kaynaklarının depolanması için umut oluşturmuştur. Biyoteknolojide somatik tekniklerin gelişmesi
ise in vitro depolama çalışmalarını hızlandırmıştır. Günümüzde yeni teknolojiler,
gen kaynaklarının depolanmasında sadece sorunlu bitkiler için değil, tüm genetik materyal için yeni olanaklar sağlamıştır. Son yıllarda uygulanan aşırı derecede (ultra) kurutulmuş tohumların depolanmasında güven ve maliyet açısından
istenilen düzeye gelinememiştir. Standart in vitro teknikleri ile yapılan depolamada ise, materyal dış etkilere karşı güvence altına alınmakla birlikte, yüksek
maliyet, altkültürler arasında enfeksiyon riski, zamana bağlı olarak artabilen
somaklonal varyasyon ve ekipman aksaklıkları gibi nedenlerden dolayı genetik
materyal ancak kısa dönemli olarak korumaya alınabilmektedir. Bu nedenlerle,
standart in vitro depolamadaki riskleri kaldırmak ya da azaltmak için çalışılmakta; “yavaş büyüme” yöntemiyle orta dönemli; “dondurma” yöntemi ile uzun
dönemli depolama yapılabilmektedir. Genetik materyalin DNA biçiminde depolanması ise, bitkisel gen kaynaklarının korunmasına yeni olanaklar sağlamıştır.
264
Yavaş-Büyüme Tekniği ile Depolama
Bitkisel gen kaynaklarının in vitro depolanmasında temel prensip, kültürlerin büyümelerini en az düzeyde tutmaktır. Kültürlerin yavaş büyümesi;
• Olgunlaşmamış zigot embriyoları kullanılarak,
• Kültür ortamına osmotik ya da hormonal büyüme geciktiriciler katılarak,
• Depolama sıcaklığını azaltarak,
• Kültürü mineral yağ ile kaplayarak,
• Kültürün oksijen basıncını azaltarak,
• Sürgünlerin yapraklarını dökerek sağlanabilir.
Organize olmamış kültürler (kallus gibi) somaklonal varyasyona daha açık
olduklarından, yavaş büyüme tekniği ile saklanacak olan materyal olarak sürgünler gibi organize olmuş dokular tercih edilmektedir. Bu teknik ile kök ve yumrulara ilişkin kültürler 2 yılda yapılan altkültürler ile 15 yıla kadar depolanabilmektedir (Rao ve Riley, 1994).
Bitki doku ya da hücre kültürleri optimum koşullarda birbirini takip eden
farklı büyüme dönemlerine sahiptir (Reed, 1989). “Yavaş dönem” denilen birinci
dönemi takiben hızlı büyüme dönemi başlar. Bu dönemde, hücre bölünmesi çok
hızlanır. Daha sonra kültür, hücre sayısının artmadığı yani büyümenin tamamen durduğu “sabit dönem”e girer. Sabit dönem, kültür ortamındaki bir ya da
birkaç önemli besin maddesinin tükenmesinden kaynaklanır. Dokular taze ortama aktarılmadıkça kültür bu dönemden çıkamaz ve belli bir süre sonra ölmeye
başlar. Yavaş dönem ile sabit dönem arasındaki süre, türlere ve kültür tipine
bağlı olarak 1-6 hafta arasında değişir. Bu nedenle hücre ve doku kültürleri yoğun laboratuvar çalışmalarını gerektirir. Buna karşın, kültür koşullarında yapılacak bazı değişikliklerle altkültüre alma süresini oldukça uzatmak mümkündür.
Bu büyümeyi azaltma düşüncesi in vitro depolamanın temelini oluşturmaktadır.
Büyümenin yavaşlatılması ile hem kültürün bakım işleri azaltılmış hem de ölmeleri engellenerek depolanmalarına olanak sağlanmış olur. Bu teknik ile genetik materyalin orta dönem süresinde depolanması mümkündür.
Kültür ortamındaki bileşiklerin miktarı en aza indirilerek ve kültürün fiziksel
çevresinde değişiklikler yapılarak büyüme oranı azaltılabilmektedir. Özellikle,
kültür çevresindeki gaz dengesinin mineral yağlarla kontrol altına alınmasıyla
büyüme geciktirilebilmektedir. Ancak bu konuda en pratik ve etkili kontrol, kültür
ısısının azaltılması ve osmotik geciktiricilerin kullanılması ile sağlanmaktadır. Bir
çok türe ilişkin kültürler bu tekniklerle 6 ay ile 2 yıl arasında alt kültür yapılmadan saklanabilmektedir (Withers, 1987). Kültürlerin zarar görmemesi için büyümelerini yavaşlatma işlemleri yavaş uygulanmalı ve kültürler yavaşlatma ortamlarına alıştırılarak alınmalıdır. Yavaş büyüme, kültürün baskı altında kalma265
sına neden olduğundan, bu koşullarda genetik materyal somaklonal varyasyona
yatkın olmaktadır. Bu nedenle, yavaş büyüme tekniğinin kalluslar gibi organize
olmamış, mutasyonlara ve kromozomlardaki sayısal değişikliklere açık olan
kültürlere uygulanması önerilmez. Virüsten arındırılmış genetik materyal ile çalışılması istendiğinde meristem kültürü ile depolama çok uygundur. Virüs sorununun olmadığı durumlarda ise, kolay uygulanması ve ortam isteklerinin az olması
nedeniyle kökucu kültürü ile depolama önerilmektedir. Son yıllarda somatik ve
zigotik embriyo kültürü ile depolama çalışmaları da hız kazanmıştır.
In vitro kültürde büyümenin azaltılmasında yaygın olarak kullanılan yöntem, ortam ısısının azaltılmasıdır. Bir çok bitkinin en uygun kültür sıcaklığı 2025oC arasındadır. Bu sıcaklığın 6-12oC arasına indirilmesi ile büyüme oranında
önemli azalmalar sağlanabilmektedir. Ancak, sabit olarak sıcaklık azaltmaları
canlılık oranında da azalmalara neden olduğundan, sabit sıcaklık azaltmaları
yerine gece ve gündüz için farklı uygulamalarla (örneğin, gündüz 12oC gece
6oC) canlılığın azalmasına yol açmadan kültürlerin saklanması sağlanabilmektedir. Türler için uygun düşük sıcaklıkların belirlenmesi ile altkültürler arasındaki
süre 89 haftaya kadar çıkarılabilmektedir. Böylelikle az sayıda altkültür yaparak
genetik materyal uzun yıllar saklanabilmektedir (Reed, 1989).
Kültürde büyümeyi yavaşlatmak için kullanılan bir başka yöntemde ise,
ortama büyümeyi geciktirici kimyasal maddeler katılmaktadır. Bunların başında
manitol ve absisik asit (ABA) gelmektedir. Bu maddelerin uygulanması sıcaklık
azaltılması ile birlikte yapıldığında ise altkültür süreleri dolayısı ile depolama
süresi önemli ölçüde artırılmaktadır. Öte yandan, kültür ortamının miktar olarak
da yeterli olması, altkültür süresini önemli ölçüde artırmaktadır.
Bu tekniklerle büyüme önemli ölçüde azalıyorsa da, yine genetik değişikliklerin oluşması söz konusu olmaktadır. Bu nedenle, genetik değişimlerin olmadığı, hücre bölünmesinin tamamen durduğu diğer bir in vitro yöntem olan “dondurarak depolama” tekniği uzun süreli depolamalar için önerilmektedir.
Dondurarak Depolama
Fiziksel ve genetik stabilitesi ve ekonomikliği nedeniyle, uzun süreli ve
emniyetli in vitro depolamalar için önerilen bu tekniğin temelini genetik materyalin çok düşük derecede dondurulması oluşturmaktadır. Donma sonucunda kültürde hücre bölünmesi ve buna bağlı olarak genetik değişim tamamen durmakta ve kültür bakım çalışmaları en aza inmektedir. Bir çok bitkisel gen kaynağı türü in vitro koşullarda dondurma tekniği ile başarılı biçimde depolanabilmektedir. En büyük sakıncası, dondurma ve çözme işlemleri sırasında yapılacak hatalardır. Bu durumda materyalin canlılığının zarar görmesi kaçınılmazdır.
Günümüzde bu risk, yeterli ekipmanın, geliştirilmiş sistemlerin ve uygun
laboratuvar tekniklerinin kullanılmasıyla en aza indirilmiştir.
Dondurarak saklama yöntemi için en uygun materyal olarak hücre ya da
embriyogenik süspansiyon kültürleri kullanılmaktadır. Embriyogenik kültürlerin
266
rejenerasyon yeteneklerinin yüksek olması dondurarak depolama için iyi bir
potansiyel oluşturmaktadır. Saklanacak materyalin dondurulmasında sırasıyla;
(a) Bitki doku ve organlarının belirlenerek kültüre alınması, (b) hızlı önbüyütme,
(c) donma sırasında kristal yapının oluşmaması ve hücrelerin zarar görmemesi
için bir soğuktan koruyucu “cryoprotectant” solusyonun hazırlanması, (d) yavaş
ya da hızlı dondurma, (d) donmuş genetik materyali –196oC’de sıvı ya da –
150oC’de gaz halindeki nitrojende depolama, (e) donmuş materyalin ısıtılması
ve çözünmesi, (f) çözünme sonrası uygulamalar ile (g) canlılık testleri ve büyümenin başlatılması işlemleri yapılmaktadır. Dondurarak depolama, normal yöntemlerle depolanamayan türlerin doku ve hücre kültürlerinin depolanmasında
geleceğe yönelik önemli bir teknik olarak görülmektedir.
Farklılaşmış dokuların zarar görme olasılığına karşı, dondurma tekniği
özellikle hücre süspansiyonları için çok uygundur. Son yıllarda, depolanan materyalin genetik stabilitesinin korunmasını garantiye almak açısından, dondurarak saklanacak materyal olarak sürgünucu, kökler ya da zigotik embriyolar gibi
organize olmuş dokular tercih edilmeye başlanmış ve bu dokuların kültürleri
üzerinde çalışmalar yoğunlaşmıştır. Dondurulan genetik materyalin büyük bir
grubu hücre ve doku düzeyinde canlılığını koruyabilmekle birlikte, bazen dokular fiziksel olarak zarar görebilmektedir. Bu durumda kallusların oluşması ve
somaklonal varyasyonlara neden olması söz konusudur.
Dokularda buz zararını en aza indirmek için çalışmalar sürmekte olup, bu
sorunun tam olarak çözülmesiyle bir çok bitki türünü in vitro koşullarda dondurarak saklamak mümkün olacaktır. Bu yeni yöntemlerden biri de, donmaya karşı
yüksek oranda koruyucu içeren (cryoprotectant) solusyona materyal daldırılarak
hücre suyunun osmotik basınçla çıkarılması esasına dayanan “vitrifikasyon”
tekniğidir. Böylelikle materyal dondurulduğunda su nedeniyle kristalleşmenin ve
buna bağlı olarak fiziksel zararın oluşması önemli ölçüde önlenmektedir
(Withers, 1994). Bu yöntem organize olmuş ya da olmamış her türlü dokuya
başarıyla uygulanmakta olup, maliyet açısından da uygundur (Niino ve ark.,
1992).
Klasik yöntemlerle depolanamayan “inatçı” tohumların dondurularak saklanmasında iki sorun ortaya çıkmaktadır. Birincisi, bu tohumlar genellikle büyük
olduklarından fiziksel zarar görme olasılıkları yüksektir. İkincisi, dondurma öncesi kurutulmaya karşı hassastırlar. Bu tip bitkiler ise, olgunlaşmamış embriyolarının ya da somatik embriyolarının dondurulmasıyla depolanabilecekleri gibi,
“yapay tohum” biçiminde de korunabilirler.
Yapay Tohum Depolaması
In vitro korumada geliştirilen en son tekniklerden biri vejetatif üreyen ya da
inatçı tohumlara sahip türlere uygulanan “yapay tohum” teknolojisidir. Kapsülleştirme, kurutma ve dondurma aşamalarını içeren bu teknikte, sürgün uçları ya
da somatik embriyolar tohum kabuğu ve endosperm görevi yapan yarı katı bir
267
materyal yardımıyla kapsül haline getirilmektedir. Kaplama materyali genellikle
“sodium alginate” ve kalsiyum klorit’ten oluşmakta olup, besin maddeleri ve
pestisit içermektedir. Somatik embriyolar ve kökuçları aktif olup, kurutulmaya
karşı toleranslı değillerdir. Kaplama ortamına hormon ilavesi ile kurutulmaya
karşı tolerans artırılabilmektedir. Hava ile kurutulduktan sonra hızla dondurulan
materyalde, canlılık düzeylerinin yüksek, yapısal zararın ise son derece düşük
olduğu saptanmıştır. Günümüzde, yapay tohum ile depolama uygulamaları
yonca, havuç, üzum ve soya gibi bitkilere başarıyla uygulanmaktadır (Withers,
1994).
DNA’nın Depolanması
Genetik materyalin DNA biçiminde depolanması, uygulama alanı çok geniş
olan pratik bir yöntemdir. Bu tekniğe geleceğin depolama yöntemi olarak bakılmaktadır. Biyoteknolojik bitki ıslahı programlarına kolay uyum sağlaması bakımından da ayrı bir önemi vardır. Hastalıklara dayanıklılık genleri gibi, özel genlerin depolanmasına ilişkin çalışmalar sürdürülmektedir. Bu durumda, cinsler ve
türler arasındaki gen aktarımı için doğal engel de ortadan kaldırılmış olmaktadır.
Temelini, gen kaynaklarına ilişkin toplam genomik bilginin DNA düzeyinde depolanması oluşturan bu teknik, aynı zamanda ıslah programları için gerekli olan
tek genleri kapsayan DNA kütüphanelerinin kurulması için de bir adım oluşturmaktadır (Benford, 1992). Bu teknik herbaryum ya da fosil gibi canlı olmayan
kaynaklardan DNA dizilerinin belirlenmesi ile, yok olmuş genlerin yeniden kazanılması düşüncesini de desteklemektedir (Rao ve Riley, 1994).
f) Dağıtım
Gen bankasında depolanan özellikle vejetatif materyalin ıslah çalışmaları
ya da diğer amaçlarla çalışan kullanıcılara ulaşabilmesi güvenli bir dağıtım ile
mümkündür. In vitro tekniklerle depolanan genetik materyalin, patojenlerden
arındırılmış bir biçimde dağıtımı, bu bakımdan büyük bir avantaj sağlamaktadır.
Genetik materyal in vitro ortamda bitkicik halinde taşınabildiği gibi, mini patates
yumruları gibi vejetatif parçalar halinde ya da yapay tohum olarak da kolaylıkla
taşınabilmektedir.
3. BİTKİSEL GEN KAYNAKLARININ KULLANILMASINDA YENİ
TEKNOLOJİLER
Son yüzyılda klasik bitki ıslahı çalışmalarından yararlanılarak üstün verimli
ve kaliteli bir çok çeşit geliştirilerek insanlığın hizmetine sunulmasına karşın,
başta hastalık ve zararlılar olmak üzere bazı biyotik ve abiyotik çevresel baskılara karşı dayanıklılıkta henüz istenilen sonuç alınamamıştır. Bu sorunların değişen ekolojik koşullar altında giderek büyümekte olduğu ve türiçi (intraspesifik)
melezlemelerin varyasyon yaratmada yetersiz kaldığı görülmektedir. Uyumlu
türlerin bulunması halinde klasik yöntemlerle yapılan melezlemeler sonucunda
268
yeterli varyasyon oluşturulabilmektedir. Ancak, uygun anaçlarla sınırlı olan bu
durum, değişen çevre koşulları ve tüketici istekleri karşısında yetersiz kalmakta,
ıslah programlarında genetik tabanı artırmak için farklı cinslere ilişkin yeni gen
kaynaklarına gereksinim duyulmaktadır. Bu gen kaynaklarının başında ise, kültür türlerinin yabani akrabaları gelmektedir (Özgen ve Akar, 1994).
Islahçılar için çok önemli gen depolarını oluşturan ve dayanıklılık ıslahı çalışmaları için önemli genitörler durumunda olan yabani bitkisel gen kaynaklarının ise bu sorunu çözmede büyük potansiyele sahip olmalarına karşın,
cinslerarasında ortaya çıkan kısırlık, melezleme zorluğu ve istenmeyen özelliklerin geçmesi gibi nedenlerle klasik melezleme teknikleriyle bu kaynaklardan
yararlanılması son derece sınırlı olmaktadır. Son 10 yılda kullanım alanı giderek
yaygınlaşan biyoteknoloji ve genetik mühendisliği teknikleriyle bu sorunların
aşılması ve bitkisel gen kaynaklarının büyük bir kısmını kapsayan kültür bitkilerinin yabani akrabalarından daha fazla yararlanılması açısından önemli gelişmeler olmuştur.
Bitkisel gen kaynaklarının kullanımında yeni teknolojiden yararlanma olanakları maddeler halinde özetlenebilir:
• Bitki ıslah programlarının değişen çevre koşullarına (biyotik ve abiyotik)
uygun olarak gelecekteki isteklerini karşılamak için “RFLP” ve “RAPD” gibi yeni
moleküler tekniklerden yararlanılarak genetik çeşitliliğin belirlenmesi,
• Melezlemeye gereksinim kalmadan vektör aracılığı ile ya da doğrudan
gen aktarma teknikleriyle yabani türlerden gen aktarımı,
• Bitki ıslah programlarının kısaltılması,
• Yabancı gen taşıyan melezlerde hızlı ve güvenilir seleksiyon,
• Tür genotiplerinin ve agronomik özelliklerinin belirlenmesi için genetik
haritaların yapılması,
• Yabani kökenli DNA parçalarının yapılarının belirlenerek (PCR teknikleri) sadece istenilen kısımların kültür türlerine aktarılmasıyla bağlılığın (linkage)
kırılması ve istenmeyen gen geçişlerinin önlenmesi,
• Antisens RNA tekniği ile özellikle bazı poliploid türler arasında doğal
izolasyonun kaldırılması.
Islah programlarında genetik materyal, çalışma planının yapımından, yeni
geliştirilen çeşitlerin tarımda kullanımına kadar tüm program aşamalarını belirleyen en önemli faktördür. Yeni teknolojilerden yararlanılması halinde bitkisel gen
kaynakları ıslah programını belirleyici faktör olacak ve gen aktarımı, seleksiyon
ve potansiyel varyetelerin belirlenmesi gibi aşamalarda önemli gelişmeler söz
konusu olacaktır (Simmonds, 1983) (Şekil 1).
269
BİTKİSEL GEN KAYNAKLARININ
ISLAH PROGRAMLARINDAKİ YERİ
Konu
Seçimi
Bitkisel Gen
Kaynakları
Islah
Planları
Döllere Bağlı
Seleksiyon
Gen
Aktarımı
Denemeler
ve Karar
Seleksiyon
İşlemleri
Elemine
Etmek
Potansiyel
Varyeteler
Tarımda
Kullanılması
Şekil 1. Bitkisel gen kaynaklarının ıslah programlarındaki yeri
Yeni teknolojinin uygulanması ile izole edilmiş bir genin doğrudan aktarılması söz konusu olduğundan, öncelikle farklı türler ve cinslerarasında gen aktarmada melezleme zorunluluğunu ortadan kaldıracağından, klasik ıslahta yabani gen kaynaklarından yararlanmada en önemli engel olan doğal izolasyon,
bir başka deyişle, kısırlık ve uyuşmazlık sorunu da çözümlenmiş olmaktadır.
Melezleme tekniği ile farklı cinslere ilişkin bitkilerden gen aktarımınının ikinci
büyük sorunu olan bağlılık (linkage) nedeniyle istenilen genlerin yanısıra istenmeyen bazı yabanilik özelliklerinin de melezlere geçmesi, yine yeni teknolojinin
270
gen aktarma teknikleri ile sorun olmaktan çıkmaktadır. Bilindiği gibi klasik ıslahta başarı seleksiyona, bu ise geniş bir genetik varyasyonun yaratılmasına
bağlıdır. Melezleme ile aktarılan genin özelliklerinin bitkilerde fenotipik olarak
gözlenebilmesi için, Mendel Açılmaları’nın belirlediği çok sayıdabitkiden oluşan
melez populasyona gereksinim vardır. Uyumlu türler arasında klasik
yöntemlerle yapılan melezlemelerle yeterli varyasyon sağlanabilmektedir.
Ancak, yabani türlerle yapılan melezlemelerde, yeterli varyasyon için geniş bir
populasyona gereksinim duyulmaktadır. Böyle bir populasyon ise, kısırlık ve
bozulan karakterlerin düzeltilmesi gibi nedenlerle, ancak uzun yıllar süren
gerimelezlemelerle elde edilebilir. Populasyon boyutlarındaki artış ise, yer,
zaman ve finansman bakımından da önemli artışlara yol açmaktadır (Özgen ve
Türet, 1995). Klasik bitki ıslahının temelini oluşturan varyasyon ve seleksiyon,
yeni teknolojide karşımıza transformasyon ve in vitro seleksiyon olarak
çıkmaktadır. In vitro seleksiyonlar, tüm bitki yerine hücre seçimine olanak
sağlamakta; bu ise tarlada binlerce bitki yerine, petri kutularında hücre düzeyinde çalışmak anlamına gelmektedir. In vitro koşullarda seleksiyonun herhangi bir
zamanda yapılabilmesi nedeniyle, bitkinin gelişme dönemlerine bağlı kalınmaması da önemli bir avantaj sağlamaktadır (Simmonds, 1983; Philips ve Eberhart
1993) (Şekil 2).
Yeni teknolojilerden yararlanarak bitkilere özellik kazandırmak sadece doğrudan gen aktarma ile sınırlı olmayıp, antisens RNA teknolojisi adı verilen çok
yeni bir sistemle bitkinin protein sentezi kontrol altında tutulabilmekte, böylelikle
bitkinin istenmeyen özelliğinin ortaya çıkması engellenebilmektedir. Bu şekilde,
gen aktarmadan da bitkide ıslah amaçları doğrultusunda genetik değişiklik yapılabilmektedir. Bu yeni sistemin geliştirilmesi halinde özellikle buğdayın
poliploid türlerinde çok önemli bir sorunun çözümüne yardımcı olunacaktır. Bilindiği gibi, ekmeklik buğdayın diğer türlerle melezlenmesini, bir başka deyişle,
yabani gen kaynaklarından yararlanılmasını engelleyen en önemli faktör,
homeolog eşleşmeleri baskı altında tutan ve 5B kromozomunun üzerinde olduğu bilinen PH genleridir (Sears ve Okamoto, 1958; Riley, 1958). Bu nedenle,
kültürü yapılan buğday, pamuk ve tütün gibi önemli bitki türlerinin yer aldığı bu
gen sistemine sahip poliploid türlerle yabanileri arasında yapılan melezlemeler,
diğerlerine oranla daha karmaşık çalışmaları gerektirmektedir.
271
Islah Edilecek Bitki
ve
Bitkisel Gen Kaynağı
Uygun
Meristemler
Çoğaltma
Depolama
(Hastalıksız)
Sürgünucu
ve
Kökucu
Kültürleri
Organize Olmamış
Kallus, Hücre ve
Protoplastlar
Somatik variyasyon
Somatik Melezler
Haploidler
Bitkisel Gen
Kaynaklı
Yabancı DNA
Embriyo Kültürü
Kısır Melezlerin
Üretimi
Bitki Rejenerasyonu
Çeşit Adayı
Belirleme
İzolasyon
Aktarma
Yabancı DNA’lı
Hücreler
İntegrasyon
Kopyalama
Tercüme
Şekil 2. Bitki ıslahında yeni teknolojilerden yararlanılarak bitkisel gen
kaynaklarının kullanımı
272
Günümüzde, bu genleri taşıyan kromozomun çıkarılmasıyla elde edilen
monozomik 5B buğday hatlarının ya da bu genlerin mutasyonla etkisinin yok
edildiği mutant buğday hatlarının, farklı cinslerle melezlemesi kolaylıkla yapılabilmektedir. Örneğin, bu teknikle Aegilops comosa’ dan sarıpasa dayanıklılık
geni (Riley ve ark., 1968); Agropyron cinsinden ise kahverengipasa dayanıkılılık
geni (Sharma ve Knott, 1966; Sears, 1973). melezleme ile buğdaya
aktarılmışıtır. Ancak, burada 5B kromozomunun tümüyle çıkarılması nedeniyle,
bu kromozom üzerinde bulunan diğer genlerin de çıkarılması söz konusu olduğundan, bitkide istenmeyen başka değişiklikler de olmaktadır. Mutant hatlarda
ise, yine diğer bazı genler de mutasyona uğrayabilmekte ya da mutant hatlarda
mutasyonunun geri dönüşümlü olma özelliği nedeniyle PH genlerinin tekrar
devreye girmesi söz konusu olabilmektedir. Antisens RNA tekniği ile protein
sentezi kontrol altında tutularak, PH genlerinin baskı altına alınması halinde bu
tip önemli kültür bitkilerine diğer cinslerden yeni özelliklerin klasik melezleme
tekniği ile kolaylıkla aktarılması sağlanabilecektir. Günümüzde, etilen üreten
genin etkisi antisens tekniği ile engellenerek depolama ömürlerinin uzatıldığı
transgenik domates çeşitleri elde edilmiştir (Hamilton ve ark., 1990).
Bu tip çalışmalar; DNA izolasyonu, DNA’nın kesilmesi, PCR ve
elektroforez tekniklerinin yaygın olarak kullanılmasıyla, gelecekte bitki ıslahçılarının bir numaralı yöntemi olacaktır (Day 1993). Kısacası, klasik melezleme
tekniği ile farklı türlerden gen aktarmada en önemli engelleri oluşturan
kısırlık, istenmeyen gen geçişleri ve geniş populasyonda çalışma gibi sorunlar,
genetik mühendisliği teknikleri ile gen aktarılmasıyla tamamen ortadan kaldırılmakta, ıslah süresinin kısaltılmasının yanında, yabani bitkisel gen kaynaklarından genitör olarak sonsuz yararlanma olanaklarına kavuşulmuş olunmaktadır.
4. YENİ TEKNİKLER İLE GEN AKTARILMIŞ (TRANSGENİK)
ÇEŞİTLERİN KULLANIMINDA BİTKİSEL GEN KAYNAKLARI
AÇISINDAN KARŞILAŞILABİLECEK SORUNLAR
Bitkisel gen kaynakları başta nüfus artışı olmak üzere, sanayileşme, kentleşme ve orman yangınları gibi birçok lokal fiziksel baskının tehditi altında yok
olmaktadır. Ancak, asıl tehdit ekolojik dengenin bozulmasına neden olabilecek
genetik değişimlerden kaynaklanmaktadır. Son yıllarda, biyoteknoloji ve genetik
mühendisliğinde gen klonlaması, transformasyon, bitki rejenerasyonu, vektör
sistemleri, yeni gen yapılarının oluşturulması ve doğrudan gen aktarma yöntemleri gibi tekniklerde önemli gelişmelerin olması, farklı biyolojik sistemler arasında gen aktarımına olanak sağlamıştır. Özellikle bakteri ve virüs kökenli genlerin aktarılmasıyla otöldürücülere (herbisit), hastalıklara ve zararlılara dayanıklı
çeşitler geliştirilmiş; mısır, patates ve pamuk gibi önemli bazı bitkilerde yeni tek-
273
niklerle gen aktarılmış (transgenik) tescilli çeşitlerin başta Amerika Birleşik
Devletleri olmak üzere bazı ülkelerde yaygın olarak ekimine başlanılmıştır.
Transgenik bitkilerin kullanımıyla oluşabilecek ekolojik denge bozulması ve
buna bağlı olarak bitkisel gen kaynaklarının zarar görmesinin bir çok nedeni
vardır. Konu genel olarak ele alındığında, transgenik bitkiler nedeniyle tek tip
çeşit ekiminin yaygınlaşması, genetik çeşitliliğin zarar görmesinin en büyük nedeni olarak karşımıza çıkmaktadır. Konu, aktarılan genler açısından incelendiğinde ise, özellikle otöldürücülere ve zararlılara karşı dayanıklılığı sağlayan
genlerin, çevresiyle olan ilişkileri nedeniyle, bitkisel gen kaynakları açısından
önemli sorunlara yol açabileceği görülmektedir. Bitki ıslahı açısından önemli
genler taşıyan yabani gen kaynaklarının çoğu, buğday, pancar, tütün, domates
ve patates gibi kültür bitkilerinin akrabaları olup aralarında çiçektozu alışverişi
ile gen geçişlerinin (introgression) olabileceği yapıya sahiptirler (Çizelge 1). Bu
nedenle, transgenik bitkilerdeki dayanıklılık genlerinin akraba türlere geçme
olasılığı her zaman vardır. Örneğin, otöldürücülere (herbisitlere) karşı dayanıklı
olarak geliştirilen transgenik bitkilerin çevrelerinde yabancıot konumunda bulunan akraba türlere bu özelliği geçirmeleri ile, yabancıotların da dayanıklılığı artacak ve bunlarla mücadele olanaksız hale gelecektir. Ayrıca, kültür bitkilerinde
otöldürücülere karşı dayanıklılığın artması kimyasal ilaç kullanımını teşvik edecek yoğun olarak aynı otöldürücünün kullanımı ile baskı altında tutulan
yabancıotlar, genetik değişim göstererek zamanla dayanıklık oluşturabileceklerdir (Holt ve ark., 1993).
Zararlılara dayanıklı transgenik çeşitlerin kullanımında da aynı sorunlar
söz konusudur. Örneğin, mısır, pamuk ve patatese, zararlılara karşı korumayı
sağlamak amacıyla aktarılmış olan bakteriyel kökenli “Bt” genleri, ürettikleri toksinler nedeniyle, bitkileri yiyen kurt ya da böceklerin kısa sürede ölmelerine
neden olmaktadır. Bu çeşitlerin geniş tarım alanlarında yoğun biçimde kullanılmaları durumunda, zararlı populasyonunun azalmasına paralel olarak, bu zararlıların doğal düşmanları da azalmaya başlayacak; bu bitkiler üzerinde beslenen ancak hiçbir zararı olmayan hatta yararlı olan bir çok böcek türünün de yok
olması söz konusu olacaktır. Bu genlerin doğal melezleme ile yabani türlere
geçme ve onları da zararlılara karşı dayanıklı hale getirme olasılığı ise her zaman söz konusudur. Çevresindeki dayanıklı bitkilerin toksik etkisinden kaynaklanan çevresel baskı karşısında zararlıların genetik yapılarını hızla değiştirerek
dayanıklı türlere dönüşmeleri kaçınılmazdır. Öte yandan, “Bt” toksinlerinin,
transgenik bitkilerin yaprakları aracılığı ile toprağa ve suya bulaşarak, canlıların
besin çemberine girmesi ise sorunun bir başka boyutudur (James, 1997). Tüm
bu etkenler ekolojik dengenin bozulmasına ve sonuç olarak bu karmaşadan
yine bitkisel gen kaynaklarının zarar görmesine neden olacaktır.
Bilindiği gibi, tohumluk firmaları ticari kuruluşlar olup, yaşamlarını ancak
sürekli tohumluk satmakla sürdürebilirler. Transgenik bitkilerin de bir kez satın
alınarak yıllarca hem ürün hem de tohumluk olarak kullanılmasını engellemek
274
amacıyla geliştirilen ve patenti alınan bir genetik sistemle kontrol altında tutulması söz konusudur (Crouch, 1998). Böylelikle, transgenik çeşitlerde de, melez
(hibrid) tohumluklarda olduğu gibi her yıl yenilenmesi zorunluluğu getirilmiş olacaktır. Bu genetik kontrol sistemi ile, transgenik bitkinin tohumunda geç olgunlaşma döneminde üretilen toksik maddeler sayesinde hücreler ölmekte ve sonuç olarak embriyo canlılığını kaybetmektedir. Böylelikle, çimlenme yeteneği
yok olan bu tohumun kullanılması ile ikinci kuşak üretim yapılması olanaksız
hale gelmektedir.
Genlerle yönetilen ve ikinci kuşak üretimi engelleyen bu tohumluk kontrol
sistemi, çevrede ekimi yapılan aynı türün klasik çeşitlerine ya da yabani türlerine çiçektozları aracılığı ile geçebilecek, hem çeşitlerin bozulmasına hem de
son derece kıymetli gen kaynakları olan bu yabani türlerin doğal yollarla çoğalmalarını engelleyerek yok olmalarına neden olabilecektir. Üreticiye satılan genetik olarak değiştirilmiş tohumluğun ikinci yıl üretimde kullanılamaması amacıyla aktarılacak olan bu gen sisteminin harekete geçirilebilmesi için, tohumluğun satılmadan önce “tetracycline” antibiyotiği ile muamele edilmesi zorunluluğu, buğday ve pamuk gibi bitkilerin ekim alanları göz önüne alındığında, büyük
miktarlarda antibiyotiğin doğaya verilmesine neden olacaktır. Bu durumda, topraktaki bazı bakteriler ölecek, bazıları ise zamanla antibiyotiğe karşı dayanıklı
hale gelecektir. Her yıl toprakta biriken bu antibiyotik nedeniyle mikroorganizma
dengesinin bozulması, önemli ekolojik denge sorunlarının ortaya çıkması ve
mikroorganizmalarla yakın ilişkisi bulunan bitkilerin zarar görmesi kaçınılmazdır.
Sonuç olarak; gerek genetik olarak değiştirilmiş bitkilerin bakteriyel kökenli
yeni genlerinin, gerekse kısa sürede uygulamaya aktarılması beklenilen ikinci
kuşak üretimi engelleyici genlerin çevredeki diğer çeşitlere ya da yabani türlere
geçişlerini önlemek mümkün görülmemektedir. Olumsuz sonuçlarının uzun yıllar
sonra belirlenmesi halinde bu çeşitlerin ekiminden vazgeçilse bile, bunların
genleri doğadaki yayılmalarını ve etkinliklerini diğer bitkiler aracılığı ile giderek
artıracaklar; insan sağlığı, gen kaynakları ve ekolojik dengeler bakımından
oluşturdukları sorunları sürdüreceklerdir. Bu nedenlerle, insan ve çevre sağlığı
açısından gelecekteki sonuçları tam olarak bilinmeyen bakteri ve virüs kökenli
genleri taşıyan transgenik bitkilerin, çok yıllık sonuçları alınmadan ekimi yapılmamalı, yeni teknolojilerden yararlanılarak çeşit geliştirme çalışmalarında bitkisel kökenli genlere ağırlık verilmelidir.
275
Çizelge 1. Önemli bazı kültür bitkileri ve bunlarla melezlenebilen yabani akrabalarının özellikleri
Kültür Bitkisi
Yabani Akrabası
Özelliği
Kaynak
Triticum spp.
(Buğday)
Agropyron spp.
Karapasa ve
kahverengipasa
dayanıklılık
“
Knott ve Dvorak, 1976
Triticum monococcum
Triticum timopheevi
Aegilops umbellulata
Triticum dicoccoides
Aegilops squarrosa
Agropyron spp.
Mildiyö ve karapasa
dayanıklılık
Kahverengipasa
dayanıklılık
“
“
“
Agropyron spp.
Agropyron elongatum
Aegilops comosa
Agropyron intermedium
Agropyron trichophorum
Triticum dicoccum
Triticum araraticum
Triticum ventricosa
Triticum tauschii
Aegilops kotschyi
Agropyron spp.
Festuca rubra
Aegilops squarrosa
Triticum turgidum
Agropyron elongatum
Triticum monococcum
Lycopersicon
spp. (Domates)
Aegilops speltoides
Aegilops mutica
Aegilops squarrosa
Agropyron spp.
Lycopersicon hirsitum
Lycopersicon hirsitum
Lycopersicon peruvianum
Lycopersicon pimpinellifolium
Lycopersicon hirsitum
276
“
Karapasa dayanıklılık
Sarıpasa dayanıklılık
Karapas, sarıpas ve
kahverengipasa
dayanıklılık
Soğuğa dayanıklılık
“
“
“
“
“
Tuza dayanıklılık
“
Erkek kısırlık
Yaprak böceğine
dayanıklılık
Çizgi mozayik
virüsünü taşıyan
zararlılara dayanıklılık
Otöldürücülere
dayanıklılık
Verim ve kalite
“
Ekmeklik kalitesi
Yüksek protein
Septoryaya
dayanıklılık
Tütün mozayik
virüsüne dayanıklılık
“
“
“
Kerber ve Dyck, 1969
ve 1973
Allard ve Shands,
1954
Sears, 1956
“
Dyck ve Kerber, 1970
Sharma ve Knott,
1966;
Sears, 1973
Knott, 1961
Riley ve ark., 1968
Wienhues, 1966;
Liang ve ark., 1979
Grafius, 1981
Limin ve Fowler, 1989
“
“
“
Spetsov, 1990
Cordukes, 1981
McGuire ve Dvorak,
1981
Zhang, 1984
Leisle, 1974
Whelan ve ark., 1983
Gill ve ark., 1986
Knott ve Dvorak, 1981
“
Knott, 1987
Fatıh, 1983 ve 1986
Lincoln ve Cummins,
1949
Pelham, 1966;
Dimitrov, 1966
Frazier ve ark., 1946
“
“
Çizelge 1. (devamı)
Kültür Bitkisi
Lycopersicon spp.
(Domates)
Yabani Akrabası
Özelliği
Kaynak
Lycopersicon chilense
Lycopersicon perivianum
Lycopersicon hirsitum
“
“
Bakteriyel çürüklüğe
dayanıklılık
“
“
Dimitrov, 1966
Kuriyama ve ark.,
1971
“
Nematodlara
dayanıklılık
Tuza dayanıklılık
McFarlane ve ark.,
1946; Laterrot, 1973
Rush ve Epstein,
1981
Coons, 1954
Lycopersicon
pimpinellifolium
Lycopersicon peruvianum
Lycopersicon cheesmanii
Beta spp.
(Şeker pancarı)
Solanum spp.
(Patates)
Beta webbiana
Beta procumbes
Beta atripilicifolia
Yaprak lekesine
dayanıklılık
“
“
“
Beta trigyna
Beta lomatogona
Beta procumbens
Solanum demissum
“
“
Nematoda dayanıklılık
“
Solanum stoloniferrum
Solanum acaule
“
Virüs-X’e dayanıklılık
Solanum chacoense
Solanum stoloniferrum
Solanum demissum
“
Virüs-Y’ye dayanıklılık
Afitlere dayanıklılık
Solanum acaule
Solanum chacoense
Solanum stoloniferrum
Solanum spegazzini
Solanum microdontum
Solanum brachycarpum
Solanum medians
Solanum bkasovii
Solanum simplicifolium
Solanum famatiane
Solanum bulbocastanum
Solanum michoacanum
Solanum steriophyllioium
Solanum catarthrum
Solanum vernei
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
Nematodlara
dayanıklılık
“
Beta patellaris
Solanum multidissectum
“
“
Bornscheuer ve
Schlösser, 1961;
Osinska, 1968
“
“
Savitsky, 1975
Rudorf, 1950; Black,
1952
Ross, 1966
Ross ve Bearecke,
1950
Yashina, 1974
Wiersema, 1972
Ross, 1966;
Serghiou, 1968;
Radcliffe ve Lauer,
1970; Gerasenkova,
1974
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
“
Olsen, 1969; Kort ve
ark., 1972
“
277
Çizelge 1. (devamı)
Kültür Bitkisi
Yabani Akrabası
Özelliği
Kaynak
Nicotiana spp.
(Tütün)
Nicotiana glutinosa
TMV’ye dayanıklılık
Nicotiana glutinosa
Nicotiana benthamiana
Nicotiana boneriensis
Nicotiana raimondi
CMV’ye dayanıklılık
“
“
“
Nicotiana tomentosa
Nicotiana tomentosiformis
Nicotiana otophora
Nicotiana longiflora
Nicotiana rustica
“
“
“
Mavi küfe ve köşeli
yaprak lekesine
dayanıklılık
“
Knott ve Dvorak,
1976; Rusell 1981
Daskeeva, 1965
“
“
Ternovskj ve Podkin,
1970
“
“
“
Clayton, 1958; Valleau
ve ark., 1960
Nicotiana plumbaginifolia
Nicotiana rependra
Nicotiana alata
Nicotiana affinis
Nicotiana sanderae
Nicotiana forgetina
Nicotiana acuminata
Nicotiana plumbaginifolia
“
“
“
“
“
“
“
Mildiyöye dayanıklılık
Nicotiana repandra
Nematodlara
dayanıklılık
Nicotiana silvestris
Nicotiana longiflora
Nicotiana nudicaulis
Nicotiana plumbaginifolia
Nicotiana landsdoffii
Nicotiana nesophila
Nicotiana repandra
Nicotiana silvestris
“
“
“
“
“
“
Yaprak lekesine
dayanıklılık
“
Nakamura ve
Nakatogawa, 1965
“
“
“
“
“
“
“
Chaplin, 1962; Apple,
1967
Maan ve ark., 1963;
Schweppenhauser,
1968
“
Schweppenhauser, ve
ark., 1963
Muro, 1972
“
“
“
Stavely ve ark., 1973
“
KAYNAKLAR
Allard ,R.W. and Shands, R.G. 1954. Inheritance of resistance to stem rust and
powdery mildew in cytologically stable spring wheats derived from
Triticum timopheevi. Phytopathology, 44: 266-274.
Anonim, 1999. T. C. Çevre Bakanlığı, İnternet verileri, Ankara.
278
Apple, J.L. 1967. Occurrence of race 1 of P.pgrasitica var. nicotianae in North
Carolina and its implications in breeding for disease resistance. Tob.
Sci., 11: 79-83.
Benford, F. 1992. Seving the library of life. Proc. Natl. Acad. Sci., 89: 1109811101.
Black, W. 1952. Inheritance of resistance to blight (P.infestans) in
potatoes.Proc. R. Soc. Edinburgh Se. B, 64 (1952): 312-352.
Bornscheuer, E. and Schlösser, E.1961. Uber Kreuzungen von B.vulgaris mit
Arten der Sektion Patellares der Gattung Beta. Zucker,14: 140.
Chaplin, J.F. 1962. Transfer of black shank resistance from N.plumbaginifolia to
flue-cured N.tabacum. Tob. Sci., 6:184-187.
Clayton, E.E.1958. The genetics and breeding progress in tobacco during the
last 50 years. Agron. J., 50: 352-356.
Coons, G.H.1 954. The wild species of Beta.
Tecnol.,, 8 (2):142.
Proc.Am.Soc.Sugar Beet
Cordukes, W.E. 1981. Saltol, a salt tolerant red fescue. Can.J.Plant.Sci.,
61:761.
Crouch, M.L., 1998. How the terminator terminates: an explanation for the nonscientist of a remarkable patent for killing second generation seeds of
crop plants, An occasional paper of the Edmonts Institute, 1998.
Daskeeva, K.N. 1965. Methods of artificially infecting tobacco plants with
cucumber mosaic virüs. Proc. 4th Conf. Agric. Plants, Kisinev, (1964):
171 p.
Day,
P. 1993. Integrating plant breeding and molecular biology:
Accomplishments and future promise. in Proc. of the Int. Crop Sci.
Cong. Ames, USA. Crop Sci. Soc. of America, pp. 517-523.
Dimitrov, S. 1966.
The local type of bacterial canker of
Corynebacterium michiganense. Plant Breed. Abs., 5822.
tomato,
Dodds, J.H. and Watanabe, K. 1990. Biotechnological tools for plant genetic
resources management. Diversity, 6: 317-28.
Dyck. P.L. and Kerber,E.R.1970 Inheritance in hexaploid wheat of adult plant
resistance derived from Aegilops squarrosa, Can.J.Genet.Cytol., 12:
175-180.
Fatıh, A.M.B. 1983. Analysis of the breeding potential of wheat-Agropyron and
wheat-Agropyron derivatives. Hereditas, 98: 287-295.
279
Fatıh, A.M.B. 1986. Genotypic and phenotypic associations of grain yield, grain
protein and yield characteristics in wheat-Agropyron derivatives.
Hereditas, 105: 141-153.
Frazier, W.A., Kukuta, A., McFarlane, J.S. and Hendrix, J.W. 1946. Tomato
impovement in Hawaii. Am. Soc. Hortic. Sci., 47: 277-284.
Frison, E.A. and Putter, C.A.J. 1988. FAO/IBPGR technical guidelines for the
safe movement of germplasm. in Abstr. 5. Int. Cong. Plant Pathol.,
Kyoto, Int. Soc. For Plant Pathol. P.279.
Gerasenkova, E.D. 1974. Characterization of some potato species for
resistance to the leaf roll virus. Genet. Selek. 53: 166.
Gill, R.S., Multani, D.S. and Dhaliwal, H.S. 1986. Transfer of isoproturon
resistance from Triticum monococcum to T.,durum. Crop. improv.,13:
200-203.
Grafius, J.E. 1981. Breeding for winterhardiness. in: Analysis and Improvement
of Plant Cold Hardiness. CRC Press, pp. 161-174.
Hamilton, A.J., Lycett, G.W. and Grierson, D. 1990. Antisense gene that inhibits
syntesis of the hormone ethilene in transgenic plants. Nature, 346: 284287.
Holt, J.S., Powles, S.B. and J.A.M. Holtum. 1993. Mechanismis ano agronomic
aspects of herbicide resistance. An. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol.,
44:203-229.
James, R.R. 1997. Utilizing a social ethic toward the environment in assessing
genetically engineered ınsect resistance in trees. Agric. And Hum, 14:
237-249.
Kerber, E.R. and Dyck, P.L. 1969. Inheritance in hexaploid wheat of leaf rust
resistance and other characters derived from Ae.squarrosa. Can. J.
Genet. Cytol., 11: 639-647.
Kerber, E.R. and Dyck, P.L. 1973. Inheritance of stem rust resistance
transferred from diploid wheat (T.monococcum) to tetraploid and
hexaploid wheat and chromosome location of the gene involved. Can.
J. Genet. Cytol., 15: 397-409.
Knott, D.R. 1961. The inheritance of rust resistance, VI. The transfer of stem
rust resistance from A.elongatum to common wheat. Can. J. Plant Sci.,
41: 109-123.
Knott, D.R. 1987. Transferring alien genes to wheat. in: Wheat and Wheat
Improvement, Wisconsin, ASA Inj.-Rlbl., pp. 462-471.
280
Knott, D.R., and Dvorak, J. 1976. Alien germplasm as a source of resistance to
disease. Annual Review of Phytopathology, 14: 211-235.
Knott, D.R. and Dvorak, J. 1981. Agronomic and quality characteristics of
wheat lines with leaf rust resistance derived from Triticum speltoides.
Can. J. Genet. Cytol., 23 475~480.
Kort, J., Jaspers, C.P. and Dijkstra, D.L.J. 1972. Testing for resistance to
pathotype C of H.rostochiensis and the practical application of S.vernei
hybrids in the Netherlands. Annals of Applied Biology, 71: 78-9.
Laterrot, H. 1973.
Selection de varietes de tomate resistantes aux
Meloidogyne. OEPP/EPPO Bull., 3: 89-92.
Leisle, D. 1974. Genetics of leaf pubescense in durum wheat.Crop. Sci.,14:
173.
Liang, G.H., Wang, R.C., Niblett, C.L. and Heyne. E.G. 1979. Registration of B6-37-1 wheat germplasm. Crop. Sci., 19: 421.
Limin, A.E. and Fowler, D.B. 1982. The expression of cold hardiness in Triticum
species amphidiploids. Can. J. Genet. Cytol., 24: 51-56.
Lincoln, R.E. and Cummins, G.B. 1949. Septoria blight resistance in the tomato.
Phytopathology, 39: 647-655.
McFarlane, J.S., Hartzler, E. and Frazier, W.A. 1946. Breeding tomatoes for
nematode resistance and for high vitamin C content in Hawaii. Proc.
Am. Soc. Hortic. Sci., 47: 262-270.
McGuire, P.E. and Dvorak, J. 1981. High salt-tolerance potential in wheatgrass.
Crop. Sci., 21: 702.
Miller, J.C. and Tanksley, S.D. 1990. RFLP analysis of phylogenetic
relationships and genetic variation in the genus Lycopersicon. Theor.
Appl. Genet., 80 (4): 437-448.
Muro, A.D. 1972. Some Nicotiana species and tobacco varieties resistant to
Meloidogyne spp. Bull.Inf.Coresta, 96p.
Nakamura, A., Nakatogawa, H. 1965. Studies or breeding for resistance to P.
tabaci. Bul. Hatano Tobaco. Exp. Sta., 55: 73.
Niino, T., Sakai, A., Yakuwa, H. and Nojiri, K. 1992. Cryopreservation of in vitro
grown shoot tips of apple and pear by vitrification. Plant Cell, Tissue Organ Cul.t., 28: 261-268.
Olsen, O.A. 1969. Breeding potatoes for resistance to wart and golden
nematode. Canada Agriculture, 14: 2.
281
Osinska, B. 1968. An assessment of the degree of susceptibility to leaf spot
C.beticola Sacc.,in wild species of Beta. Biul.Inst.Hodowl Aklimatyzacja
Roslin, 81..
Özgen, M.. ve Akar, T. 1994. Yabani gen kaynaklarının bitki ıslahında kullanımı.
I. Ulusal Çevre Kongresi, 5-7 Ekim, 1993, İzmir, E.Ü. Fen Fakültesi
Dergisi, Seri B, 16 (1): 1423-1437.
Özgen, M., Adak, S., Karagöz, A. ve Ulukan, H. 1995. Bitkisel gen kaynaklarının
korunma ve kullanımı. Türkiye Ziraat Mühendisliği 4. Teknik Kongresi,
9-13 Ocak 1995, Ankara, Ziraat Bankası Kültür Yayınları, 26: 309-343.
Özgen, M. ve Türet, M. 1995. Bitki ıslahı ve gen aktarma teknolojisi. Workshop
“Biyoteknoloji ve Bitki Islahı”, 17-19 Nisan 1995, Gebze / Kocaeli, Bildiriler, Can Ofset, İzmir, 227-236.
Philips, R.L. and Eberhart, S.A. 1993. Novel methodology in plant breeding. in
Proc. of the Int. Crop Sci. Cong. Ames, USA. Crop Sci. Soc. of America,
pp. 647-648.
Pelham, J. 1966. Resistance in tomato to tobacco mosaic virus. Euphytica, 15:
258-267.
Radcliffe, E.B. and Lauer, F.I. 1970. Further studies on resistance to green
peach aphid and potato aphid in the wild tuber-bearing Solanum
species. Journal of Economic Entomology, 63: 110.
Rao, V.R. and Riley, K.W. 1994. The use of biotechnology for conservation and
utilization of plant genetic resources. Plant Genet. Res. Newsletter, 97:
3.
Reed, S.M., 1989. In vitro conservation of germplasm. IBPCR Training Courses:
Lectures Seris 2, IBPGR, Rome, pp. 23-30.
Riley, R. 1958. Chromosome pairing and haploids in wheat. in Proc. X. Int.
Cong. Genet., 2: 234-235.
Riley, R., Chapman, V. and Johnson, R. 1968. Introduction of yellow rust
resistance of Ae.comosa into wheat by genetically induced
homoeologous recombination. Nature, 217: 383-384.
Ross, H. 1966. The use of wild Solanum species in German breeding of the
past and today. Am. Potato J., 43: 63-80.
Ross, H., Baerecke, M.L. 1950. III. selection for resistance to mosaic virus in
wild species and in hybrids of wild species of potatoes. Am. Potato J.,
27: 275-284.
Rudorf, W. 1950. IV.methods of and results of breeding resistant strains of
potatoes. Am. Potato J., 27: 332-339.
282
Rush, D.W. and Epstein, E. 1981. Breeding and selection for salt tolerance by
incorporation of wild germplasm into domestic tomato. J. An. Soc. Hort.
Sci.106: 699.
Russell, G.E. 1981. Plant Breeding for Pest and Disease Resistance. London,
Billing and Sons Ltd., 485 p.
Savitsky, H. 1975. Hybridization between B. vulgaris and B. procumbens, and
transmission of nematode (H.schachtii) resistance to sugarbeet. Can. J.
Genet. Cytol., 17: 197-209.
Schweppenhauser, M.A. 1968. Recent advances in breeding tobacco resistant
to Meloidogyne javanica. Coresta Inf. Bull., 1: 9-20.
Schweppenhauser, M.A., Raeber, J.G. and Daulton, R.A.C. 1963. Resistance to
the root knot nematode, Meloidogyne javanica, in the genus Nicotiana.
Proc. 3rd World Tob.Sci.Cc;n-g., Rhodesia, (1963): 222p.
Sears, E.R. 1956. The transfer of leaf rust resistance from Aegilops umbellulata
to wheat. Brookhaven Symp. Biol., 9: 1-22.
Sears, E.R. 1973. Agropyron-wheat transfer induced by homoeologus pairing.
Proc.4th Int.Wheat Genet.Symp., (1973): 191-199.
Serghiou, C.S. 1968.
Green Peach aphid, Myzus persicae (Sulzer),
resistance in tuber-bearing Solanum species. Dissertation Abst., 28:
3591-3592.
Sharma, D. and Knott, D.R. 1966. The transfer of leaf-rust resistance from
Agropyron to Triticum by irradiation. Can. J. Genet. Cytol.,8: 137-143.
Simmonds, N.W. 1983. Plant breeding: The state of the art. In Genetic
Engineering of Plants. Plenum press, New York, London, pp. 5-25.
Stavely, J.R., Pittarelli, G.W. and Burk,L.G. 1973. N.repanda as a potential
source for disease resistance in N.tabacum. J. Hered.,64: 265-271.
Spetsov, P. 1990. Investigations on amphidiploids between common wheat and
two tetraploid Aegilops species..Proc. 2nd Int. Symp., 316-324.
Swaminathan, M.S. 1993. From nature to crop production. In Proc. of the Int.
Crop Science Congress. Ames, USA. Crop Science Society of
America, 385-394.
Ternovskij, M.F. and Podkin, O.V. 1970. Inheritance of resistance to cucumber
mosaic virus in tobacco plants. Tabak, 3: 9.
Valleau, W.D., Stokes, G.W. and Johnson, E.M. 1960. Nine years' experience
with the N.longiflora factor for resistance to P.parasitica. var.nicotianae
in the control black shank.Tob. Sci., 4: 92-94.
283
Whelan, E.D.P., Atkinson, T.G. and Larson, R.I. 1983. Registration of LRS1F193 wheat germplasm. Crop. Sci., 23: 194.
Wienhues, A. 1966.
Transfer of rust resistance of Agropyron to wheat by
addition, substitution and translocation. Hereditas Suppl., 2: 328-341.
Wiersema, H.T. 1972. Breeding for resistance. In: Viruses of Potatoes and Seed
Potato Production, ed: J.A. de Bokx. Wageningen, Cen. Agric. Publ.
and Doc., 174 p.
Wilkes, G. 1993. Germplasm collections: Their use, potential, social
responsibility, and genetic vulnerability. in Proc. of the Int. Crop Sci.
Cong. Ames, USA. Crop Sci. Soc. of America, 445-450.
Withers, L.A., 1987. Long-term preservation of plant cells, tissue and organs.
Plant Mol. Cell Biol., 4: 221-272.
Withers, L.A., 1994. New technologies for the conservation of plant genetic
resources. in Proc. of the Int. Crop Sci. Cong. Ames, USA. Crop Sci.
Soc. of America, 429-435.
Yashina, I.M. 1974. Results of work on the use of parental form in breeding
potatoes for virus resistance. Ziemniak, 1974: 5.
Yidana, J.A., Withers, L.A. and Ivins, J.D. 1987. Development of a simple
method for collecting and propagating cocoa germplasm in vitro. Acta
Hortic. 212: 95-98.
Zhang, Y. 1984. Male sterility of common wheat induced by the Aegilops
squarrosa cytoplasm. An.Report Inst. Genet., Academia Sinica, pp.
53-5,4.
284
Download