nozokomiyal infeksiyonlara neden olan bakterilerin hastane

advertisement
EGE ÜNøVERSøTESø FEN BøLøMLERø ENSTøTÜSÜ
(YÜKSEK LøSANS TEZø)
NOZOKOMøYAL øNFEKSøYONLARA NEDEN OLAN
BAKTERøLERøN HASTANE ATMOSFERøNDEN
øZOLASYONU VE øDENTøFøKASYONU
ÜZERøNE BøR ÇALIùMA
Nergüze AYDIN ÇAKIR
Biyoloji Anabilim Dalı
Bilim Dalı Kodu: 401.01.04
Sunuú Tarihi: 19.10.2007
Tez Danıúmanı: Prof. Dr. Füsun UÇAR
Bornova-øZMøR
II
III
Nergüze AYDIN ÇAKIR tarafından YÜKSEK LøSANS tezi
olarak
sunulan
Bakterilerin
“Nozokomiyal
Hastane
ønfeksiyonlara
Atmosferinden
Neden
Olan
øzolasyonu
ve
ødentifikasyonu Üzerine Bir Çalıúma” baúlıklı bu çalıúma E.Ü.
Lisansüstü E÷itim ve Ö÷retim Yönetmeli÷i ile
E.Ü. Fen Bilimleri
Enstitüsü E÷itim ve Ö÷retim Yönergesi’nin ilgili hükümleri uyarınca
tarafımızdan
de÷erlendirilerek
savunmaya
de÷er
bulunmuú
ve
19.10.2007 .tarihinde yapılan tez savunma sınavında aday oy birli÷i /
oy çoklu÷u ile baúarılı bulunmuútur.
Jüri Üyeleri:
ømza
Jüri Baúkanı : Prof. Dr. Füsun UÇAR
...............
Raportör Üye: Prof. Dr. A. Usame TAMER
...............
Üye
................
: Prof. Dr. Sanver EKMEKÇø
IV
V
ÖZET
NOZOKOMøYAL øNFEKSøYONLARA
NEDEN OLAN BAKTERøLERøN
HASTANE ATMOSFERøNDEN øZOLASYONU
ve øDENTøFøKASYONU ÜZERøNE BøR ÇALIùMA
AYDIN ÇAKIR, Nergüze
Yüksek Lisans Tezi, Biyoloji Bölümü
Tez Yöneticisi: Prof. Dr. Füsun UÇAR
Ekim 2007, 181 sayfa
Bu çalıúmada, Aralık 2006 - Mart 2007 tarihleri arasında,
øzmir’deki iki ayrı hastanenin hasta odaları ve servis koridorlarından
ayda 1 kez , ameliyathane bölümlerinden, dezenfeksiyondan önce ve
sonra olmak üzere ayda 2 kez hava örnekleri alınmıútır. Örnekleme
süresince, mikrobiyal hava örnekleme cihazı (MAS 100 Eco, Merck)
yardımıyla, toplam 99 farklı noktadan, 429 hava örne÷i alınmıútır.
øzolasyonda seçici ve ayırtedici besiyerler kullanılmıú ve hava
örnekleri özellikle Staphylococcus aureus, koagulaz negatif stafilokok
türleri (KNS), enterokoklar ve Pseudomonas aeruginosa açısından
incelenmiútir.
Hasta odaları ve servis koridorlarının hava örneklerindeki
toplam canlı sayısı, 1 nolu hastanede 224,44 (±164,21) cfu/m3, 2 nolu
hastanede
536,66
(±409,86)
cfu/m3
bulunurken,
ameliyathane
bölümlerinin hava örneklerindeki ortalama canlı sayısı, 1 nolu
hastanede,
dezenfeksiyondan
önce
12
(±14,85)
cfu/m3,
dezenfeksiyondan sonra 29 (±41,19) cfu/m3 bulunurken, 2 nolu
VI
hastanede
dezenfeksiyondan
önce
22,33
(±20,60)
cfu/m3,
dezenfeksiyondan sonra 18 (±19,98) cfu/m3 olarak bulunmuútur.
ødentifikasyonda,
(Biomeruaeux, France)
konvansiyonel
metodlar
ve
Api
Staph
ile Api 20 Strep (Biomeruaeux, France)
identifikasyon panellerinden yararlanılmıú ve sonuçta, 84 stafilokok
izolatından, 7 suú koagulaz (+), 29 suú koagulaz (-) olmak üzere
toplam 36 suú ( % 42,85) S. aureus, 19 suú (% 22,61) S. xylosus, 13
suú (%15,47) S. haemolyticus, 7 suú (%8,33) S. hominis, 3 suú (%
3,57) S. lentus, 2 suú (% 2,38) S. lugdunensis, 1 suú (% 1,19) S.
epidermidis,
1 suú (% 1,19) S. saprophyticus, 1 suú (% 1,19) S.
warneri ve 1 suú (% 1,19) da S. chromogenes olarak tanılanmıútır. 12
enterokok izolatından
3 tanesi
Aerococcus viridans 1 olarak
tanılanırken, 9 tane Enterococcus spp. ‘den 7 ‘si (% 76,6) E. faecium
ve 2 ‘si (%22,2) de E. faecalis olarak tanılanmıútır. Hava örneklerinde
P. aeruginosa’ ya rastlanmamıútır.
Elde
edilen
strainlerin
antibiyotik
duyarlılıkları,
NCCLS
standartlarına uyularak, Kirby-Bauer disk difüzyon yöntemi ile tespit
edilmiútir.
Sonuç olarak, hastane atmosferi, taúıdı÷ı mikrobiyal yük
nedeniyle ço÷u nozokomiyal infeksiyon açısından potansiyel bir
kaynak olabilir. Bu nedenle, hastanelerde özellikle ameliyathane ve
yo÷un bakım ünitesi gibi riskli alanlardaki havanın rutin mikrobiyolojik
kontrolleri de yapılmalı ve gerekli önlemler alınmalıdır.
Anahtar kelimeler: Nosocomial infection, hospital air, KNS,
Staphylococcus aureus, Enterococcus ssp.
VII
ABSTRACT
A STUDY OF ISOLATION AND IDENTIFICATION OF BACTERIA
CAUSED NOSOCOMIAL INFECTIONS FROM HOSPITAL AIR
AYDIN ÇAKIR, Nergüze
Msc in Biology Department
Supervisor: Prof. Dr. Füsun UÇAR
October 2007, 181 pages
In this study, air samples were taken from patient rooms
monthly and from operating rooms twice a month, before and after
disinfection, in two hospitals in øzmir, between the December 2006 –
March 2007. During the sampling, 429 air samples were taken in 99
parts of the hospitals with microbial monitoring system (MAS 100 Eco,
Merck) . Selective and differentiating culture media were used for
isolation
and
Staphylococcus
Staphylococcus
(CNS),
aureus,
Enterococcus
ssp.
Coagulase
and
Negative
Pseudomonas
aeruginosa were researched on air samples.
Total counts of air samples on PCA for patient rooms, 1
and 2 number hospital, respectively, with a median of 224,44
(±164,21) cfu/m3, 536,66 (±409,86) cfu/m3, for operating rooms,
before disinfection, in 1 and 2 number hospital, respectively, with a
median of 12 (±14,85) cfu/m3 and 22,33 (±20,60) cfu/m3, after
disinfection, 29 (±41,19) cfu/m3 and 18 (±19,98) cfu/m3.
Conventional methods and also Api Staph and Api 20 Strep
(Biomeriaeux, France) identification panels were used for identification
of isolates. Eventually; 36 strains ( % 42,85) as S. aureus (7 of 36
VIII
strains were coagulase positive, others were coagulase negative ), 19
strains (% 22,61) as S. xylosus, 13 strains (%15,47) as S.
haemolyticus, 7 strains (%8,33) as S. hominis, 3 strains (% 3,57) as
S. lentus, 2 strains (% 2,38) as S. lugdunensis, 1 strain (% 1,19) as
S. epidermidis, 1 strain (% 1,19) as S. sapprophyticus, 1 strain (%
1,19) as S. warneri and 1 strain (% 1,19) as S. chromogenes were
defined from 84 Staphylococcus isolates.
3 strains (% 100) as
Aerococcus viridans 1, 7 isolates (% 76,6) as E. faecium and 2
isolates (%22,2)
as E. faecalis were defined from Enterococcus
isolates. Pseudomonas aeruginosa was not encountered on air
samples.
Antibiotic Sensitivity Tests were made according to NCCLS
with Kirby- Bauer Disc Diffussion Method.
As a result, hospital air may be a potential source for many
nosocomial infections because of microbial load carried. For the
reason, routine microbiological controls of hospital air
in the
especially risky areas like intensive care units and operating rooms
should be made and should be taken the necessary measurements.
Keywords: Nosocomial infection, hospital air, Staphylococcus
aureus, KNS,
IX
TEùEKKÜR
Bu araútırma konusunu öneren ve çalıúmam süresince bilgi ve
tecrübelerini esirgemeyen de÷erli hocam , sayın Prof. Dr. Füsun
UÇAR’ a teúekkürlerimi sunarım.
Çalıúmalarım esnasındaki tüm yardımlarından dolayı, Biyoloji
Bölümü Temel ve Endüstriyel Mikrobiyoloji Anabilim Dalı personeline,
yüksek lisans ve doktora e÷itimlerini sürdüren arkadaúlarıma ve her
zaman yanımda olan aileme teúekkür ederim.
X
XI
øÇøNDEKøLER
Sayfa
ÖZET................................................................................................. V
ABSTRACT ..................................................................................... VII
TEùEKKÜR ...................................................................................... IX
ùEKøLLER DøZøNø ..........................................................................XIV
ÇøZELGELER DøZøNø .....................................................................XVI
KISALTMALAR.............................................................................XVIII
1. GøRøù ............................................................................................ 1
2. LøTERATÜR ÖZETø ....................................................................... 6
2.1 Nozokomiyal ønfeksiyonlar .......................................................... 6
2.1.1 Nozokomiyal infeksiyonların tanımlanması............................... 6
2.1.2 Nozokomiyal infeksiyonlar ile ilgili çalıúmalar .......................... 9
2.1.3 Türkiye’deki çalıúmalar .......................................................... 13
2.1.4 Nozokomiyal infeksiyonların sınıflandırması........................... 17
2.1.5 Sık görülen nozokomiyal infeksiyonlar ve etmenleri ............... 18
2.1.6 Antibiyotiklere direnç .............................................................. 23
2.2 Nozokomiyal ønfeksiyonların Oluúumu....................................... 26
2.2.1 Nozokomiyal infeksiyonların oluúumunda etkili faktörler......... 26
2.2.2 Nozokomiyal infeksiyonların bulaúma yolları ......................... 30
2.2.3 Nozokomiyal infeksiyon riskini arttıran etmenler .................... 31
XII
øÇøNDEKøLER (devam)
Sayfa
2.3 Hastane Atmosferi .................................................................... 32
2.3.1 Hastane atmosferini etkileyen faktörler................................... 32
2.3.2 Temiz odalar .......................................................................... 34
2.3.2.1 Hastane ortamlarında temiz odalar...................................... 34
2.4 Hastane ønfeksiyon Kontrolü ..................................................... 35
2.4.1 Alınması gereken önlemler ................................................... 38
2.4.2 Havalandırma ve havalandırma sistemleri ........................... 39
2.4.3 Cansız yüzeylerin temizli÷i.................................................... 41
2.4.4 Temiz oda standartları .......................................................... 44
2.4.5 Ülkemizde uygulanan standartlar ........................................... 47
3. MATERYAL VE METOTLAR ....................................................... 48
3.1 Materyal..................................................................................... 48
3.1.1 Hava örnekleri ....................................................................... 48
3.1.2 Bakterilerin identifikasyonunda kullanılan kontrol suúlar......... 53
3.1.3 øzolasyon ve identifikasyonda kullanılan besiyerleri................ 53
3.1.4 Kullanılan çözelti ve boyalar .................................................. 66
3.1.5 Kullanılan test stripleri ve identifikasyon panelleri................... 71
3.1.6 Antibiyogram testlerinde kullanılan antibiyotikler .................... 72
3.2. Metotlar .................................................................................... 72
3.2.1 Toplam canlı sayıları............................................................... 72
3.2.2 Bakterilerin øzolasyonu ........................................................... 72
3.2.3 Bakterilerin identifikasyonunda kullanılan testler .................... 74
XIII
øÇøNDEKøLER (devam)
Sayfa
3.2.4 ødentifikasyon için hazır panellerin uygulanması..................... 92
3.2.5 Antibiyotik duyarlılık testleri ................................................... 93
4. BULGULAR ................................................................................. 97
4.1 Hava Örneklerindeki Toplam Canlı Sayıları............................... 97
4.2 øzolatların Elde Edilmesi ......................................................... 100
4.3 øzolatların Tanılanması ........................................................... 103
4.3.1 Tanılanan øzolatlar ............................................................... 115
4.4 Antibiyotik Duyarlılık Testi Sonuçları ....................................... 121
4.5 øzolatların Dahil Oldu÷u Genusların Özellikleri ....................... 129
4.5.1Staphylococcus genusunun özellikleri ................................... 130
4.5.2 Enterococcus genusunun özellikleri ..................................... 138
4.5.3 Aerococcus genusunun özellikleri ....................................... 142
4.5.4 Pseudomonas aeruginosa’nın özellikleri .............................. 142
5. SONUÇ – TARTIùMA ............................................................... 145
6. KAYNAKLAR DøZøNø ................................................................. 165
ÖZGEÇMøù .................................................................................. 181
XIV
ùEKøLLER DøZøNø
ùekil
Sayfa
2.1: Mikroorganizma – partikül iliúkisi .............................................. 33
3.1: Mikrobiyal Hava Örnekleme Cihazı .......................................... 49
3.2: Hava örnekleme cihazının çalıúma úeması ............................. 49
3.3: Pıhtılaúma mekanizması .......................................................... 81
3.4: Ürenin hidroliz reaksiyonu ....................................................... 87
3.5: ONPG’nin beta-galaktosidaz enzimi yardımıyla hidrolizi ......... 90
4.1: 24 saat inkübasyondan sonra PCA’da sayılan koloniler ........... 97
4.2: 48 saat inkübasyondan sonra BPA’daki koloniler .................. 101
4.3: 24 saat inkübasyondan sonra CNA Agar’daki koloniler ......... 101
4.4: 72 saat inkübasyondan sonra KEAA’daki koloniler ................ 102
4.5: Gram boyama ile boyanmıú bazı stafilokok hücrelerinin
100x16’lık büyütmede mikroskobik görüntüleri ..................... 111
4.6: Gram boyama ile boyanmıú enterokok hücrelerinin
100x16’lık büyütmede mikroskobik görüntüleri...................... 111
4.7: Bazı stafilokok izolatlarının pozitif katalaz sonucu ................. 112
4.8: Stafilokok izolatlarının FTO’da büyüme testi negatif sonucu .. 112
4.9: ønkübasyondan önce O/F tüpleri ............................................ 112
4.10: 7 gün inkübasyondan sonra O/F tüpleri ndeki renk de÷iúimi 112
4.11: Koagulaz testi görüntüleri .................................................... 112
4.12: MSA’da büyüme ve mannitolün fermentasyonu .................. 112
4.13: Beta hemoliz yapan bazı suúların Kan Agar’daki görüntüleri 113
4.14: Nitrat redüksiyon testinin kontrol görüntüleri ........................ 113
4.15: Bazı izolatların alkalen fosfataz testi sonuçları ..................... 113
XV
ùEKøLLER DøZøNø (devam)
ùekil
Sayfa
4.16: Bazı izolatların anaerobik büyüme görüntüleri .................... 113
4.17: Bazı izolatların arginin dihidrolaz testi sonuçları................... 113
4.18: Bazı izolatların DNase testi pozitif sonuç görüntüleri ........... 113
4.19: Bazı izolatların üreaz testi sonuç görüntüleri ....................... 114
4.20: Bazı izolatların oksidaz testi sonuç görüntüleri ..................... 114
4.21: Karbonhidratların fermentasyondaki renk de÷iúimleri .......... 114
4.22: Beta galaktosidaz testi sonuç görüntüleri............................. 114
4.23: P Agar’ daki kolonilerin görüntüleri ...................................... 114
4.24: Enterokokların potasyum tellüriti indirgemesi ...................... 114
4.25: Aerococcus viridans 1 (ID: % 99,6 ; T: 0,59) ....................... 116
4.26: Enterococcus faecium (ID: % 98,8 ; T: 0,8) ......................... 116
4.27: Enterococcus faecalis (ID: % 99,7 ; T: 0,6) ......................... 117
4.28: Staphylococcus aureus (ID: % 97,8 ; T: 1,0) ....................... 117
4.29: Staphylococcus xylosus (ID: % 99,8 ; T: 0,58) .................... 117
4.30: Antibiyotik disklerinin bazı izolatların büyüme ortamında
oluúturdu÷u zonlar................................................................. 122
XVI
ÇøZELGELER DøZøNø
Çizelge
Sayfa
2.1: Hastane kaynaklı pnömoniye sebep olan bakterilerin
yıllara göre oranı ......................................................................... 8
2.2: Klinik bakterilerin cansız kuru yüzeylerde direnme süreleri....... 28
2.3: ISO 14644-1 standardına göre temiz oda sınıflandırmaları....... 45
2.4: Air microbe index’e göre referans standartlar ........................... 46
2.5: Orta ve yüksek riskli bir hastane alanında, 1 m3 ‘de olması
gereken maximum canlı sayısı ile ilgili belirtilen de÷erler ......... 46
3.1: 1 Nolu Hastanede Örnek Alınan Noktalar ve
Besiyerlerine Alınan Örnek Sayıları ......................................... 51
3.2: 2 nolu Hastanede Örnek Alınan Noktalar ve
Besiyerlerine Alınan Örnek Sayıları ......................................... 51
3.3: Katalaz reaksiyonu ve sitokromların varlı÷ına göre
fakültatif anaerobik generanın ayrımı ....................................... 75
3.4: Gram pozitif kokları genus düzeyinde ayırt edici özellikler ....... 75
3.5: Fermentasyon testlerinde kullanılan karbonhidratlar ................ 89
3.6: Oluúan zon çaplarına göre, Enterococcus ssp.’nin
antimikrobik ilaçlara duyarlılık durumu ve eúde÷er MøK sınır
de÷erleri ................................................................................... 95
3.7: Oluúan zon çaplarına göre, Staphylococcus ssp.’nin
antimikrobik ilaçlara duyarlılık durumu ve eúde÷er MøK sınır
de÷erleri ................................................................................... 96
4.1: 2. Sınıf ortamlardaki hava örneklerinden elde edilen toplam
canlı sayıları ............................................................................. 98
4.2: 1 nolu hastanenin prematüre odasının ortalama canlı sayısı .... 99
XVII
ÇøZELGELER DøZøNø (devam)
Çizelge
Sayfa
4.3: 1 nolu hastanenin 1. sınıf ortamlarındaki havada
dezenfeksiyondan önce ve sonra ölçülen toplam canlı
sayıları ...................................................................................... 99
4.4: 2 nolu hastanenin 1. sınıf ortamlarındaki havada
dezenfeksiyondan önce ve sonra ölçülen toplam canlı sayıları
.............................................................................................. 100
4.5: Staphylococcus izolatlarının morfolojik ve biyokimyasal
testlerden elde edilen sonuçları ............................................ 104
4.6: Enterococcus izolatlarının morfolojik ve biyokimyasal testlerden
elde edilen sonuçları ............................................................ 110
4.7: Konvansiyonel Testlerle ve Api Staph øle Tanılanan
Staphylococcus Türleri ......................................................... 118
4.8 : Konvansiyonel Testlerle ve Api 20 Strep øle Tanılanan
Enterococcus ve Aerococcus Türleri .................................... 121
4.9: Stafilokok Suúlarının Antibiyotik Duyarlılık Zon Çapları......... 122
4.10: Tanılanan Stafilokok Suúlarının Antibiyotiklere
Direnç Oranları ..................................................................... 125
4.11: Enterococcus ve Aerococcus Türlerinin Antibiyotik Duyarlılık Zon
Çapları .................................................................................. 126
4.12 Tanılanan Enterococcus Suúlarının Antibiyotiklere Direnç
Oranları ................................................................................. 126
XVIII
SøMGELER VE KISALTMALAR
Simgeler
Açıklama
cfu
Koloni oluúturan birim
pH
Asitlik derecesi
µm
Mikrometre
Kısaltmalar
BPA
Baird-Parker Agar
CA
Cetrimide Agar
CDC
Hastalık Önleme ve Kontrol Merkezi
CNA
Columbia Nalidiksik Asit Agar
EPA
Çevre Koruma Ajansı
HICPAC
Halk Sa÷lı÷ı ønfeksiyon Kontrol ve
Uygulama Tavsiyesi
KEAA
Kanamycin Esculin Azide Agar
KNS
Koagulaz Negatif Stafilokok
MRSA
Metisiline Dirençli S. aureus
MSSA
Metisiline Duyarlı S. aureus
NA
Nutrient Agar
NB
Nutrient Broth
NNIS
Uluslararası Nozokomiyal ønfeksiyon
Surveyansı
PAp
Pseudomonas Agar P
PCA
Plate Count Agar
pNPP
p-Nitro Phenyl Phosphate Disodium
TB
Tüberküloz Basili
TSA
Tryptik Soy Agar
TSB
Triptik Soy Broth
VRE
Vankomisine Dirençli Enterokok
1
1. GøRøù
Hastane
infeksiyonları
olarak
da
bilinen
nozokomiyal
infeksiyonlar, hastaneye baúvuru anında inkübasyon döneminde
olmayan, hastaların hastaneye baúvurularından 48-72 saat sonra
geliúen veya hastanede geliúmesine ra÷men bazen hasta taburcu
olduktan sonra ortaya çıkabilen infeksiyonlar olarak tanımlanmaktadır
(Uzun, 1997).
Hastane infeksiyonları tüm dünyada oldu÷u gibi, ülkemizde de
giderek önem kazanan ciddi bir sorundur. Mortalite ve morbiditedeki
artıúla birlikte, hastanede yatıú süresinin uzamasına ve tedavi
maliyetlerinin artıúına neden olmaktadır Sadece Amerika Birleúik
Devletleri’nde her yıl ortalama 2 milyon nozokomiyal infeksiyon
geliúti÷i, bunun da 2 milyar dolar ek tedavi maliyeti oluúturdu÷u
bildirilmiútir (øncecik, 2002). Bu sebeple, A.B.D’de 1970 yılından beri
olmak üzere “Ulusal Nozokomiyal ønfeksiyonları øzleme Sistemi
(NNIS)” adı altında veriler toplanmakta ve Amerikan hastanelerindeki
hastane infeksiyonları de÷erlendirilmektedir (NNIS, 2001). Hastane
ønfeksiyonlarının
sürveyansındaki
temel
amaç,
nozokomiyal
infeksiyonların azaltılması için stratejiler geliútirilmesidir. Do÷ru
stratejilerin geliútirilmesi, her hastanenin kendi hasta profilini, hastane
florasını oluúturan mikroorganizmaları, bunların direnç paternlerini, her
bölümdeki hastane infeksiyonu da÷ılımını ve sıklı÷ını bilmesi ile
mümkündür ( Perl, 1997).
Hastane infeksiyonlarına, çeúitli bakteriler, funguslar, parazitler
ve virüsler neden olmaktadır. Bunlar, hastanın normal florasında
bulunan ve immün sistemin baskılandı÷ı durumlarda infeksiyon etkeni
haline gelen fırsatçı mikroorganizmalar olabilir ya da sa÷lık personeli,
2
ziyaretçiler, di÷er hastalar, kontamine tıbbi ekipmanlar, ortam havası
gibi dıú etkenlerle taúınıp hastayı enfekte edebilirler (Erkmen, 1994).
Mikroorganizmalar, özellikle cansız yüzeylerde ve havada
partiküllere tutunmuú olarak,
bulunabilmektedir.
personelinin
Hastanede
elleri
karúılaúmaktadır.
hatta dezenfektan solüsyonlarında
aracılı÷ı
Hastanın
yatan
ile
deri
hastalar,
etken
sıklıkla
sa÷lık
mikroorganizmalarla
bütünlü÷ünü
veya
mukoza
bariyerlerini bozan uygulamalar da infeksiyon riskini arttırmaktadır.
Hastane içerisinde özellikle yo÷un bakımlar, onkoloji üniteleri,
yenido÷an üniteleri gibi riskli ünitelerdeki inúaatlar, yine hava yoluyla
Aspergillus gibi fungus infeksiyonlarını da önemli ölçüde artırmaktadır.
Havalandırma sistemlerinin Aspergillus türleri ile, sıcak su ve klima
sistemlerinin
Legionella
türleri
ile
kontaminasyonu
bu
mikroorganizmalarla geliúen infeksiyonlara neden olabilmektedir
(øncecik,2002)
Hava; bakteri, mantar ve virüslerin sürekli yaúadı÷ı bir ortam
de÷ildir. Özellikle bakteri ve mantarlar vejetatif halde bulunmazlar.
Bakteriler ancak bir kirlenme sonucu (tozlarla, tükrük damlacıkları vb.)
havaya geçerler. Mantarlar ise sporları ile taúınırlar. Genelde
mikroorganizmalar bu kirlenmeler ile havaya karıúmalarına ra÷men
havada uzun süre yaúamazlar. Ancak, insanlar için önemli hastalık
etkenlerinin havadaki ömürleri nispeten yüksektir. Örne÷in, M.
tuberculosis, E.coli’ye göre havada daha uzun süre hayatını
sürdürebilmektedir (Gönüllü vd., 2002).
Hastane infeksiyonlarına neden olan mikroorganizmaların
sıklı÷ı ve antibiyotik duyarlılıkları hastaneden hastaneye ve de÷iúik
birimlere göre farklılıklar göstermektedir. Aynı hastane içerisinde bile
zamanla iliúkili olarak de÷iúiklikler olabilmektedir. Ayrıca hastane
3
infeksiyonundan sorumlu olan etkenler, hastane dıúındaki infeksiyon
etkenlerinden farklı özellikler göstermektedirler. Bu etkenlere hastane
ortamında direnç geliúimi daha hızlı olmakta ve çoklu dirençli
bakterilere daha sık rastlanmaktadır (Wilke, 1993).
Özellikle son yüzyılda, Pseudomonas aeruginosa çok önemli
bir
nozokomiyal
patojen
haline
gelmiútir.
Kapsamlı
Hastane
ønfeksiyonları Projesi’nde, nozokomiyal infeksiyonlardan izole edilen
ve tanımlanan tüm patojenlerin yaklaúık % 11 ‘ini P. aeruginosa’nın
oluúturdu÷u bildirilmiútir (Bennett, 1974). P. aeruginosa’nın sebep
oldu÷u bildirilen hastane infeksiyonlarının morbidite ve mortalite
oranları
çok
yüksektir.
Örne÷in
mortalite
oranı,
pseudomonal
bakteriyemide % 35-50 iken, pseudomonal pnömonide % 70-90 ‘dır
(Sherertz and Sarubbi, 1983). P. aeruginosa ve P. maltophilia,
pseudomonasların sebep oldu÷u oportunistik infeksiyonların %
80’inden sorumlu olarak sayılmaktadır. P. aeruginosa infeksiyonu,
özellikle
yenido÷anlarda, sistik fibrosis ve kanser hastalarında çok
ciddi bir problemdir, çünkü bu sebeple ölen hastaların oranı % 50’dir
(Iglewski, 1996).
ønsan vücudunun de÷iúik kesimlerinde yerleúmiú patojenler
arasında en önemli mikroorganizmalardan biri de stafilokoklardır. Dıú
çevre koúullarına dayanıklı olan, spor oluúturmayan bu bakteriler;
insandan insana ya hava yoluyla
geçebilmektedir.
S.aureus,
insanların
ya
da do÷rudan temasla
normal
vücut
florasında
bulunabilen, yara infeksiyonları baúta olmak üzere birçok infeksiyonda
sıklıkla rol oynayan ve hastane infeksiyonlarına neden olan etkenlerin
baúında yer almaktadır (Mandell et al, 1995). Metisiline dirençli
S.aureus (MRSA) suúları, hastane kaynaklı infeksiyonlarda sık olarak
görülmekte, endemik özellik gösterebilmektedir (Ayyliffe et al, 1992).
4
Enterokoklar ise di÷er birçok bakteri türünde var olan virülans
faktörlerine sahip olmamalarına ra÷men, çevre úartlarına dayanıklı
olmaları, çeúitli antibiyotiklere intrensek dirençli olmaları ve yeni direnç
geliútirme
yeteneklerinden
dolayı,
son
on
yılda
hastane
infeksiyonlarının önemli nedenleri arasında yer almaktadır. ABD’ nde
hastane infeksiyonu olan bakteriyemi etkenleri arasında üçüncü,
cerrahi yara ve üriner sistem infeksiyonlarında ikinci sırada yer
almaktadır (Karagöz, 2005).
Mikroorganizmalar, havada tek baúlarına de÷il, kümeler halinde
yada toz ve partiküllere tutunmuú olarak bulunurlar. Havada bulunan
mikroorganizmaları sa÷lıklı olarak tespit edebilmek için küme halinde
bulunan mikroorganizmaların, koloni oluúturmalarını sa÷layacak bir
yöntem kullanmak gerekir. Bu tür yöntemde, havanın mikrobiyolojik
analizi, belirli miktardaki ortam havasının, vakum etkisi ile porlu
kapaktan geçirilip, altta bulunan besiyerine çarptıktan sonra, tekrar
dıúarı verilmesi esasına dayalı bir hava örnekleme cihazı ile
yapılmaktadır. Bu çarpma esnasında, vakumlanan havadaki tüm
mikroorganizmaların ve vejetatif hücrelerinin porlu kapa÷ın altındaki
besiyerinde toplanması sa÷lanır ve bu besiyerinin de uygun sıcaklık
ve basınçta inkübasyonu sonucu ortam havasındaki mikrobiyolojik
yükün tespiti yapılmıú olur.
Nozokomiyal infeksiyonlar, ülkemiz de dahil olmak üzere bir
çok ülkenin en önemli sa÷lık sorunlarındandır. Son yıllarda, gram
pozitif koklardan özellikle S. aureus, koagulaz negatif stafilokoklar
(KNS)
ve
enterokoklar
ile
gram
negatif
organizmalardan
aeruginosa, nozokomiyal infeksiyonlarda en sık
P.
rastlanan etkenler
arasında sayılmaktadır. Hastane atmosferi de taúıdı÷ı mikrobiyal yük
5
açısından önemli bir kaynak olmasına ra÷men, hava kaynaklı
nozokomiyal infeksiyonlara dair yeterli çalıúma bulunmamaktadır.
Bu çalıúma, hastane atmosferinin
ortalama mikroorganizma
yükünün saptanması ve özellikle S. aureus, koagulaz negatif
stafilokoklar (KNS), enterokoklar ve
P. aeruginosa açısından
incelenmesi ve hastane atmosferinin nozokomiyal infeksiyonlar
açısından potansiyel bir kaynak olabilece÷inin gösterilmesi amacıyla
yapılmıútır.
6
2. LøTERATÜR ÖZETø
2.1 Nozokomiyal ønfeksiyonlar
2.1.1 Nozokomiyal infeksiyonların tanımlanması
Nozokomiyal
infeksiyonlar,
hastaneye
baúvuru
anında
inkübasyon döneminde olmayıp, hastaneye yatıútan 48-72 saat sonra
ve hastanede kalıú süresi içinde veya taburcu olduktan hemen sonra
ortaya çıkarlar (Uzun, 1997).
Hastane
infeksiyonları
endemik
veya
epidemik
úeklinde
görülmektedir. Epidemik infeksiyonlar, yani hastanede çıkan salgın
infeksiyonlar, hastane infeksiyonlarının % 2-3’ünü oluúturmaktadır.
Endemik infeksiyonlar tüm hastane infeksiyonlarının % 90’ından
fazlasını oluúturmaktadır. Endemik infeksiyonlar, sporadik (kalıtsal
olmayan)
olarak
gözlenen,
sabit
hızlı
ve
infeksiyon
kontrol
çalıúmalarının ana hedefini oluúturan infeksiyonlardır (Korten, 1996).
Yo÷un bakım ünitelerinde, nozokomiyal infeksiyon riski 8-10 kat
daha yüksektir. Hastane kaynaklı epidemik infeksiyonların büyük bir
kısmı, yo÷un bakım ünitelerinde ortaya çıkmaktadır ve bakteriyemi
gibi hayatı tehdit eden infeksiyonlar olmaktadır (Korten, 1996).
Hastane ortamındaki mikrobiyolojik faktörler, hastalar için
nozokomiyal infeksiyonlar açısından en önemli risk kayna÷ıdır.
ømmün sistemi baskılanmıú hastalar sekonder bir infeksiyona maruz
kalabilirler. Oluúan bu sekonder infeksiyonlar hastanede kalıú
süresinin uzamasına ve önemli bir maliyet artıúına sebep olmaktadır
(Sobotova et al, 2006).
7
Hastanede tedaviye yönelik uygulanan prosedürlerden dolayı,
hastalar genellikle birden fazla hastane infeksiyonuna aynı anda
maruz kalırlar, nozokomiyal bir infeksiyon nadiren tek baúına
seyredebilir (Sobotova et al, 2006).
Hastane infeksiyon etkenlerinin sıklı÷ında, hastaneler arası ve
kaynak aldı÷ı sistemlere göre farklılıklar görülmekle birlikte, ilk sıraları
alan mikroorganizmalar genellikle benzerdir. Hastane infeksiyonlarının
yaklaúık % 90’ını aerobik bakteriler oluúturmaktadır (øncecik, 2002).
Ayrıca virüsler ve fungusların sebep oldu÷u nozokomiyal infeksiyonlar
da mevcuttur. Klamidya, riketsiya, mikoplazma ve parazitler gibi farklı
mikroorganizma
olmaktadır.
grupları
Bakterilerin
da
hastane
dıúındaki
infeksiyonlarına
sebep
mikroorganizmalarla
oluúan
infeksiyonların kuluçka süreleri daha uzun oldu÷u için, ço÷unlukla
klinik belirtileri taburcu olduktan sonra ortaya çıkmaktadır. Böyle
olgular genellikle izlenemedi÷i için saptanan hastane infeksiyonu
olguları büyük oranda bakteri infeksiyonlarıdır (Korten, 1996).
Son yıllarda gram pozitif koklar nozokomiyal infeksiyon etkeni
olarak tekrar önem kazanmıútır. S. aureus’un metisilin dirençli suúları
ile oluúan infeksiyon vakaları artmıútır. Postoperatif hastalar ve immün
sistemi baskılanmıú hastalar gibi kritik hastaların takip ve tedavilerinde
prostetik aletler ve intravasküler kateter kullanımının artmasıyla
metisilin dirençli S. epidermidis önemli nozokomiyal patojen haline
gelmiútir (Korten, 1996).
1996 yılında “American Journal of Infection Control” de
yayınlanan NNIS verilerine (Çizelge 2.1) göre; 1980 ile 1996 yılları
arasında P. aeruginosa’nın sebep oldu÷u pnömoni vaka sayısı sabit
kalırken, S. aureus’un etken oldu÷u pnömonilerde 1980 ile 1996 yılları
arasında % 6 oranında artıú olmuútur. Aynı úekilde Enterobacter
8
türlerinin sebep oldu÷u pnömoni vakaları 1986 ile 1990 yılları arasında
artıú gösterirken, 1990 ile 1996 arasında sabit kalmıútır.
Çizelge 2.1 : Hastane kaynaklı pnömoniye sebep olan bakterilerin
yıllara göre oranı (NNIS,1996)
Hastane Kaynaklı Pnömoninin
Mikrobiyolojik Etkenleri
Patojen
1980-85
1986-90
1990-96
P. aeruginosa
% 17
% 17
%17
S. aureus
% 13
% 16
% 19
%6
% 11
% 11
Enterobacter spp.
1980’li yılların sonuna do÷ru, kolay tedavi edilebilen patojenler
yerini antimikrobiyallere dirençli suúlara bırakmıútır (øncecik,2002).
Dolayısıyla, antibiyotiklerin keúfi, hastalıkların tedavisi ve önlenmesi
konusunda
önemli
yararlar
sa÷larken
beraberinde
dirençli
mikroorganizmaların ortaya çıkıúı gibi ciddi problemleri de getirmiútir
(Erkmen, 1994). Özellikle cerrahi ünitelerinde olmak üzere geniú
spektrumlu sefalosporinlerin yaygın kullanımıyla dirençli enterokok
infeksiyonlarında artıú görülmüútür (Korten, 1996).
9
2.1.2 Nozokomiyal infeksiyonlar ile ilgili çalıúmalar
EPIC (European Prevalence of Infection in Intensive Care)
Avrupa’da yo÷un bakım ünitelerinde izlenen hastalardaki infeksiyon
prevalansını saptamak amacıyla planlanmıú olan bir çalıúmadır. Bu
çalıúmada, 30 Nisan 1992’de, çok sayıda Avrupa ülkesinde yo÷un
bakım ünitelerinde (toplam 1472 yo÷un bakım ünitesi) yatmakta olan
10.000’den fazla hasta infeksiyon yönünden araútırılmıútır. Belirlenen
günde taranan hastalarda infeksiyon olup olmadı÷ını ve saptanan
infeksiyonların ne kadarının yo÷un bakımda kazanıldı÷ını araútırmayı
amaçlayan bu çalıúmada tüm yo÷un bakım hastalarının %45’inde
infeksiyon oldu÷u ve bunların %21’ini yo÷un bakım ünitesinde
kazanılmıú infeksiyonların oluúturdu÷u saptanmıútır. Ayrıca tüm
infeksiyonların 1/3’ünde etkenin S. aureus oldu÷u bulunmuútur
(Enterobactericae %40, Pseudomonas aeruginosa %29, Enterococci
%12, koagulaz-negatif stafilokoklar %19). Dikkati çeken di÷er bir
nokta ise Avrupa genelinde tüm S. aureus infeksiyonlarının %60’ının
MRSA suúlarına ba÷lı olması, ancak ülkeler arasında bu oran
yönünden
önemli
farklılıklar
gözlenmesidir
(øtalya,
Fransa
ve
Yunanistan’da tüm S. aureus suúlarının %80’i, Almanya’da %37’si,
øsviçre, øngiltere’de %10’u) (ùardan, 2001).
S. aureus,
baúta cerrahi yara infeksiyonları olmak üzere
bakteriyemi, pnömoni gibi pek çok nozokomiyal infeksiyonda baúlıca
etken olarak izole edilmektedir. Lepelletier et al.’nın, 1994 – 2001
yılları arasında Fransa’daki bir e÷itim hastanesinin 20 yataklı yo÷un
bakım ünitesinde yaptıkları bir çalıúmada, nozokomiyal pnomoni,
bakteriyemi ve üriner sistem infeksiyonuna sahip olan 88 hastada,
10
mikrobiyolojik etkenler araútırıldı÷ında 24’ünde Metilisiline Dirençli S.
aureus (MRSA), 64’ünde ise Metisiline Duyarlı S. aureus (MSSA)
etken olarak saptanmıútır. Nozokomiyal pnomoni etkeni MRSA olan
hastalar
ile
MSSA’lı
hastalar
karúılaútırıldı÷ında
ise,
MRSA’lı
hastaların MSSA’lı hastalara göre daha yaúlı oldu÷u, hastanede
kalma sürelerinin daha uzun oldu÷u ve nozokomiyal infeksiyona
yakalanma sürelerinin daha geç oldu÷u görülmüútür. Dolayısıyla,
hastanede kalma süresi uzadıkça MRSA’yla infekte olma riskinin
arttı÷ı ve hastanın immun sistemini etkileyen, yaú, cinsiyet gibi
etkenlere ba÷lı olarak mortalite ve morbiditenin de÷iúti÷i görülmüútür
(Lepelletier et al., 2004).
Koagulaz negatif stafilokoklar, insan derisinde ve mukus
membran yapılarında do÷al olarak bulunmasına ra÷men sık sık klinik
örneklerden izole edilmektedir. Özellikle S. epidermidis ve di÷er
novobiosine duyarlı KNS türleri, immün sistemi baskılanmıú kiúilerde
sebep
oldu÷u
nozokomiyal
bakteriyemi
nedeniyle
tehlike
arz
etmektedir. S. saprophyticus ise novobiosine dirençli KNS türleri
arasında bulunması ile birlikte; daha çok immün sistemi güçlü, genç
ve sexüel açıdan aktif kiúilerde, ürogenital sistem enfeksiyonlarından
izole edilmiútir (von Eiff et al., 2001).
Koagulaz negatif stafilokoklar (KNS), ço÷unlukla tıbbi aletlerin
kontaminasyonundan kaynaklanan infeksiyonlarda ve immün sistemi
baskılanmıú kiúilerde önemli patojenler olabilmektedir. Suk Von et al
(2002) ‘ın yaptıkları bir çalıúmada, bir hastanın kulak etrafında
meydana gelmiú dermatit bölgesinden izole ettikleri 5 KNS suúunu, S.
xylosus olarak tanımlamıúlardır. Dolayısıyla her ne kadar S. xylosus,
insan derisinde bulunan kommensal bir bakteri de olsa, immün sistemi
zayıf kiúilerde fırsatçı bir patojen olma potansiyeline sahip oldu÷u
11
görülmüútür.
Yine aynı úekilde, Tselenis et al. ‘nın 1982 yılında
yaptıkları bir çalıúmada, akut pyelonefrite sahip bir hastada S. xylosus
varlı÷ı tespit edilmiú ve rapor edilmiútir.
Nozokomiyal infeksiyonlarda en önemli etkenlerden biri de
Pseudomonas aeruginosa’dır. P. aeruginosa’nın etken olarak izole
edildi÷i nozokomiyal infeksiyon sayısı oldukça fazladır ve sebep
oldu÷u morbidite ve mortalite oranları oldukça yüksektir. Sherertz ve
Sarubbi tarafından 1976 ile 1979 yılları arasında, bir üniversite
hastanesinde
yapılan
çalıúmaya
göre,
kayıtlı
321
hastada
Pseudomonas aeruginosa’nın sebep oldu÷u 417 nozokomiyal
infeksiyon kaydedilmiútir (Sherertz and Sarubbi, 1983).
Vankomisine dirençli Enterokok (VRE) kolonizasyonu ve/veya
infeksiyonu için risk faktörlerini araútıran pek çok çalıúma vardır. Bu
çalıúmalara göre hastanede yatıú süresi, VRE ile kolonize ya da
infekte kiúinin yakınında bulunmak, alttaki hastalı÷ın a÷ırlı÷ı, daha
önceden alınmıú antimikrobikler ve alınma doz ve süreleri gibi risk
faktörleri mevcuttur ve bu risk faktörlerineden dolayı yo÷un bakım
ünitelerinde yatan hastaların VRE ile kolonize olma olasılı÷ı daha
yüksektir. VRE kolonizasyonu / infeksiyonu ile ilgili risk faktörlerinin
nedenleri bilindikçe çalıúmalar, VRE insidansını yok etmeye ya da
asgariye indirmeye do÷ru yönelmiútir. Bugün vankomisinin fazla
kullanımının VRE ile direkt iliúkisi bilinmektedir. Kentucky ve
Minnesota üniversitelerinde yapılan iki araútırma, vankomisinin %66
ve %60 gibi büyük oranlarda uygun kullanılmadı÷ını göstermiútir. Van
der Auwara, vankomisinin VRE için seçici etkisini gönüllüler üzerinde
net bir úekilde göstermiútir. Oral vankomisin verilen bu kiúilerde VRE’
nin barsak kolonizasyonunda 6 log’luk bir artıú olmuútur. Vankomisin
ve di÷er enterokok seçici antibiyotiklerin kontrolü ile VRE insidansının
12
azaldı÷ını gösteren çalıúmalar vardır. Quale et al.,
dönemde
hastanede
vankomisin,
seftazidim
altı aylık bir
ve
klindamisin
kullanımının azaltıldı÷ında VRE kolonizasyonunun % 47’den %15’e
düútü÷ünü göstermiúlerdir. Çapraz bulaúı önlemek için eldiven
kullanımına ek olarak önlük kullanılmıú ve VRE yayılımı azalmıútır.
Dıúkı sürveyans kültür sonuçlarına bakarak VRE ile kolonize olan
hastaları aynı ko÷uúlarda yatırmak ve bu ko÷uúlara giriú çıkıúlarda
ciddi önlemler almak suretiyle VRE kolonizasyonlu hastaların
sayısında anlamlı bir düúüú sa÷lanmıútır (Sümerkan, 2002).
Kronik Pseudomonas aeruginosa infeksiyonu, sistik fibrosis
(CF) gibi özel bir hastalı÷a sahip kiúilerde morbidite ve mortalitenin en
önemli etkeni olmaktadır. Son yıllarda özellikle CF tatil kampları ve
özel merkezlerde P. aeruginosa çapraz infeksiyonları rapor edilmekte
ve bu çapraz infeksiyonun mekanizması bilinmemektedir. Bununla
ilgili olarak 2003 yılında Jones et al. tarafından bir CF merkezinde
yapılan çalıúmada, merkezdeki hasta odalarının havasından, cansız
yüzeylerden, spirometrelerden ve personelin ellerinden örnekler
alınmıú
ve
sadece
hastalar
spirometrik
testlerini
yaparken,
nebulizasyon esnasında ve havayolu temizli÷i esnasında havadan
alınan örneklerde epidemik P. aeruginosa strainleri izole edilmiútir.
Merkezdeki baúka hiçbir bölgeden alınan örnekte P. aeruginosa’ya
rastlanamamıútır. Bunun sonucu olarak da, CF merkezlerindeki
çapraz infeksiyon etkeni olan epidemik P. aeruginosa’nın, aerosollerle
yayılımının belki de hastadan hastaya bulaúmanın en önemli yolu
olabilece÷i sonucu ortaya çıkmıútır (Jones et al, 2003).
1983 yılında bir do÷um ünitesinde yapılan çalıúmada da, 10
hafta süresince hasta odalarındaki havadan, cansız yüzeylerden,
yerlerden örnekler alınmıú, mikrobiyolojik olarak incelenmiú, havadaki
13
ve yüzeylerdeki MRSA
kontaminasyon seviyeleri hesaplanmıútır.
Sonuç olarak, havadan alınan örneklerde büyüyen tüm bakterilerin %
16’sı, yüksek yüzeylerdekilerin % 31’i ve yerden alınan örneklerdeki
bakterilerin % 40’ı MRSA ( metisiline dirençli S. aureus) olarak tespit
edilmiútir (Rutala et al, 1983).
Ritter et al. (1975) ’ın 7 ameliyathane salonu ve bir
ameliyathane
koridorunda
yaptıkları
ölçümlerde;
ameliyathane
salonlarının boú ve kapısının kapalı oldu÷u durumlarda ameliyathane
salonundaki havanın ortalama bakteri sayısı 13 cfu/m3, insanların
kapının dıúında yani koridorda oldu÷u fakat kapının açık tutuldu÷u
durumdaki bakteri sayısı 24,8 cfu/m3, 5 personelin de içeriye girdi÷i
durumdaki bakteri sayısının ise 447,3 cfu/m3 oldu÷u görülmüútür
(Ritter, 1999).
2.1.3 Türkiye’deki çalıúmalar
Ülkemizde
de
nozokomiyal
infeksiyonlarla
ilgili
çeúitli
çalıúmalar mevcuttur. “Klinik Mikrobiyoloji ve ønfeksiyon Hastalıkları
Derne÷i” ve “Türk Hastane ønfeksiyonları ve Kontrolü Derne÷i” gibi
çeúitli
derneklerin
ve
kuruluúların,
ülkemizdeki
nozokomiyal
infeksiyonlar ve korunma yöntemleri ile ilgili bildiri ve yayınları
mevcuttur. Nozokomiyal infeksiyonların izlenmesi ile ilgili 11. 08. 2005
tarihli ve 25903 sayılı Resmî Gazetede yayımlanan “Yataklı Tedavi
Kurumları
Enfeksiyon
Kontrol
Yönetmeli÷i”
gere÷i
ve
Sa÷lık
Bakanlı÷ının 20. 02. 2006 tarihli ve 2761 sayılı oluru ile kurulan
“Hastane
Enfeksiyonları
Bilimsel
do÷rultusunda
hastane
enfeksiyonu
toplanmasını,
hastanelerin
kendi
Danıúma
verilerinin
sürveyans
Kurulu”
görüúleri
ulusal
düzeyde
verilerini
girerek
14
raporlamalarını
ve
ulusal
verilerle
karúılaútırmalarını
sa÷lamak
amacıyla Refik Saydam Hıfzıssıhha Merkezi Baúkanlı÷ı tarafından
geliútirilen "Ulusal Hastane ønfeksiyonları Sürveyans Sistemi" yazılımı
ücretsiz olarak ulusal kullanıma açılmıútır.
Yine aynı úekilde çeúitli
araútırmacıların nozokomiyal infeksiyonlara neden olan patojenlerin
klinik örneklerden izolasyonları ve tanımlanmasına yönelik çalıúmaları
da
mevcuttur.
Ancak
nozokomiyal
infeksiyonlara
neden
olan
patojenler havada da bulunmasına ra÷men bu yolla bulaúma ve
yayılma ile ilgili çalıúmalara maalesef rastlanmamıútır. Ülkemizde
karúılaúılan nozokomiyal infeksiyonlar ve izole edilen etkenleri ile ilgili
yapılmıú bazı çalıúmalar aúa÷ıda belirtilmiútir.
S. aureus, yo÷un bakım ünitesi infeksiyonu etkenleri arasında
en sık karúılaúılan mikroorganizmaların baúında gelmektedir. S.
aureus hastane infeksiyonlarının oluúmasında en önemli faktör,
hastane personelinin burun taúıyıcılı÷ıdır. 2003 yılında
Büke’nin
yaptı÷ı bir çalıúmada, E.Ü. Tıp Fakültesi Hastanesi Y.B.Ü.’de çalıúan
215 kiúinin 46’sının (%21.3) burunlarında S. aureus tespit edilmiútir.
Elde edilen strainlerin de % 58’i MSSA, % 42’si MRSA olarak
bulunmuútur (Büke,2003).
Erkmen (1994)’in nozokomiyal stafilokok infeksiyonları ile ilgili
yaptı÷ı bir çalıúmada, hastaların klinik materyallerinden alınan
örnekler mikrobiyolojik olarak analiz edilmiú ve sonuçta elde edilen
219 mikroorganizmanın 106 (% 48,40)’sı S. aureus, 57 (% 26,03)’si
gram negatif enterik bakteri , 51’ (% 23,29)’i koagulaz negatif
stafilokok ve 5 (%2,28)’i ise Candida olarak tespit edilmiútir.
Çalıúmada, yara ve bo÷az infeksiyonlarında S. aureus suúları, idrar
yolu infeksiyonlarında ise gram negatif bakterilerin daha fazla etken
oldu÷u görülmüútür.
15
Temmuz 1999 – Haziran 2001 tarihleri arasında Çukurova
Üniversitesi Tıp Fakültesi Hastanesi’nde yapılan çalıúmada (øncecik,
2002),
çeúitli
ünitelerde
yatmakta
olan
hastalar
nozokomiyal
infeksiyon açısından incelenmiútir. Sonuçta en yüksek infeksiyon
oranıyla (% 33 ) reanimasyon ünitesinde karúılaúılmıútır. Yo÷un bakım
ünitelerinde ise infeksiyon oranı % 12,4 bulunmuútur. ønfeksiyondan
sorumlu patojenlerin % 39’unun gram (+), % 51’inin gram (-) aerobik
bakteriler ve % 9,9’unun candida türü mantarlar oldu÷u tespit
edilmiútir.
Mart 2002 - Nisan 2004 arasında Çukurova Üniversite’sinin
Nöroloji Yo÷un Bakım Ünitesi’nde 593 hasta izlenmiú ve toplam 71
hastada hastane infeksiyonu saptanmıútır. Yüz infeksiyon ata÷ının
52’sinde üriner sistem infeksiyonu, 28’inde primer kan dolaúımı
infeksiyonu
(7’si
kandidemi),
6’sında
sekonder
kan
dolaúımı
infeksiyonu, 11’inde pnömoni, 2’sinde bası yarası infeksiyonu, 1’inde
menenjit belirlenmiútir. Seksendokuz infeksiyon ata÷ında patojen izole
edilmiútir. Atakların beúinde polimikrobiyal üreme saptanmıútır.
Üreyen 94 izolatın 57’si Gram negatif, 24’ü Gram pozitif bakteri ve
13’ü Candida türleri olarak belirlenmiútir. Gram negatif bakteriler,
Escherichia
coli
(n=23),
Pseudomonas
aeruginosa
(n=16),
Acinetobacter baumannii (n=10), Klebsiella pneumoniae (n=6),
Stenotrophomonas maltophilia (n=1) ve Burkholderia cepacia (n=1)
olarak, Gram pozitif bakteriler, Staphylococcus aureus (n=8), koagulaz
negatif stafilokok (n=8) ve enterokok (n=8) olarak identifiye edilmiútir
(Kurtaran vd.,2005).
Türkiye’de ilk VRE kökeni 1998 yılında Vural vd. tarafından
Akdeniz
Üniversitesi’nden
Baúustao÷lu
vd.
bildirilmiú
tarafından
Ankara
ve
bunu
Gülhane
1999
yılında
Askeri
Tıp
16
Akademisi’nden bildirilen kökenler izlemiú, VRE sorunu ülkemizde de
giderek artmaya baúlamıútır (Vural vd,1999).
Gazi vd. tarafından, 2000-2003 yılları arasında, Celal Bayar
Üniversitesi Tıp Fakültesi Hastanesi’nde yatan hastaların, çeúitli klinik
örneklerinden,
hastane
kökenli
Enterococcus
faecalis
ve
Enterococcus faecium suúları izole edilmiútir. øzole edilen suúların
antibiyotik direnç oranlarına bakıldı÷ında, test edilen 123 suúun %
46’sı penisilin ve ampisiline, % 41’i siprofloksasine, % 22’si
levofloksasine ve % 22’si gentamisine dirençli bulunmuútur. Yüksek
Düzey Gentamisin Direnci (YDGD) bulunan 27 suúun 14’ü ampisiline
de dirençli bulunmuútur. Sadece bir E. faecium suúu vankomisine ve
teikoplanine dirençli bulunmuútur (Gazi vd., 2004).
Hacettepe Üniversitesi Tıp Fakültesi’nde yapılan bir çalıúmada
hastane infeksiyonu nedeniyle hastaların hastanede yaklaúık 20 gün
daha fazla kaldı÷ı ve hasta baúına maliyetin 1582 dolar arttı÷ı
gösterilmiútir. Maliyet, hastanenin büyüklü÷üne, onkoloji ve cerrahi
yo÷un bakım gibi infeksiyon hızının yüksek oldu÷u servislerin bulunup
bulunmamasına ve benzer bazı baúka etmenlere göre de÷iúebilir. øki
farklı hastaneyi karúılaútıran bir çalıúmada da, Sivas Cumhuriyet
Üniversitesi Araútırma Hastanesi’nde vaka baúına maliyet 1304 USD
iken, Hacettepe Üniversitesi Hastanesi’nde 2280 USD olarak
hesaplanmıútır (Çalangu, 2002).
17
2.1.4 Nozokomiyal infeksiyonların sınıflandırması
Nozokomiyal infeksiyonlar birkaç úekilde sınıflandırılabilirler
(Dündar,1999):
1.Mikroorganizmaların kaynaklarına göre:
•
Endojen kaynaklı: Nozokomiyal infeksiyon etkeni olarak,
normal flora elemanı (GIS florası gibi) olan mikroorganizmalar
söz konusudur.
•
Ekzojen kaynaklı: Sa÷lık personeli, kontamine biyomedikal
cihazlar,
cansız
hastane ortamı yolu
ile
bulaúma
söz
konusudur.
2.ønfeksiyon klini÷ine göre:
•
Kolonizasyon
•
Subklinik infeksiyon: Özellikle personel rezervuardır.
•
Hastalık tablosu
a)Endemik: Hastane infeksiyonlarının %90’dan fazlasını
oluúturur, infeksiyon kontrol çalıúmalarının ana hedefidir.
b)Epidemik: Hastane infeksiyonlarının %2-4 ‘ünü kapsar.
3. Önlenebilir ve önlenemez infeksiyonlar:
•
Önlenebilir infeksiyonlar: Hastane infeksiyonlarının 1/3’ünü
oluúturur.
•
Önlenemez infeksiyonlar: Genellikle endojen kaynaklıdır. Bu
infeksiyonların önlenebilir duruma getirilmesi mücadelenin asıl
amacıdır.
18
2.1.5 Sık görülen hastane infeksiyonları ve etmenleri
1988 yılında CDC (Centers for Disease Control and Prevention)
tarafından yayınlanan ve yaygın olarak kabul gören hastane
infeksiyonları aúa÷ıdaki baúlıklarda toplanmıútır (øncecik, 2002):
•
Üriner sistem infeksiyonları
•
Pnömoni ve di÷er alt solunum yolları infeksiyonları
•
Cerrahi yara infeksiyonları
•
Bakteriyemi
•
Cilt infeksiyonları
•
Santral sinir sistemi infeksiyonları
•
Gastrointestinal sistem infeksiyonları
•
Di÷er hastane infeksiyonları (kemik-eklem infeksiyonları, göz ,
kulak-burun-bo÷az ve oral infeksiyonlar, genital infeksiyonlar,
kardiovasküler
sistem
infeksiyonları
ve
bazı
sistemik
infeksiyonlar)
a) Üriner sistem infeksiyonları:
Hastane infeksiyonlarının en sık görülenidir, tüm hastane
infeksiyonlarının % 30’undan fazlasını oluúturur. Yo÷un bakım
ünitelerinde pnömoniden sonra ikinci sıklıktadır. Üriner sistem
infeksiyonu, postoperatif ürolojik hastalar dıúında, mortalite ve
morbiditeye pnömoni ve bakteriyemiden daha az neden olur.
Nozokomiyal üriner sistem infeksiyonları tıbbi aletler ile iliúkili
infeksiyonlardandır ve bakteri kolonizasyonu en sık gastrointestinal
flora kaynaklıdır (øncecik, 2002)
Tüm
nozokomiyal
üriner
sistem
infeksiyonlarının
%15’i
polimikrobiyaldir. En sık rastlanılan etmen ajanlar Enterobacteriacae
19
üyelerinden E. Coli ve P.mirabilis’dir. Baúka sebeplerle antibiyotik
verilen hastalarda üriner infeksiyon P. aeruginosa, S. marcescens ve
di÷er Enterobacteriacae türleri gibi dirençli mikroorganizmalarla da
meydana gelebilir. Genel durumu kötü, uzun süreli sonda uygulanan
hastalarda bu mikroorganizmalara ilave olarak P. stuartii, koagulaznegatif stafilokoklar, M. morganii ve C. albicans da infeksiyon etkeni
olabilir (øncecik, 2002).
b) Pnömoni
Pnömoni, hastanede yatan hastalarda sık görülen ve önemli ek
maliyetin nedeni olan, ikinci en sık görülen hastane infeksiyonudur.
Nozokomiyal pnömoniler hastanede geliúen infeksiyonların yaklaúık
%15-20’sini oluúturur (Strausbaugh, 2000). Geliúme sıklı÷ı hizmet
hastanelerinde en düúük, e÷itim hastanelerinde ise en yüksektir.
Yo÷un bakım ünitelerinde de en sık saptanan infeksiyondur (øncecik,
2002).
Hastane infeksiyonu ile iliúkili ölümlerin en sık nedenidirler
Nozokomiyal
pnömoni
yaklaúık
%
25
hastada
ölümle
sonuçlanmaktadır. Gr (+) bakterilerle meydana gelen pnömonilerde
mortalite % 5-20 iken, a÷ır Pseudomonas pnömonisinde bu oran %
60-80’e kadar yükselebilmektedir. Hastaların % 10’undan az bir
kısmında pnömoniye bakteriyemi de eúlik etmekte ve bu durumda
mortalite en az üç kat artmaktadır. Hastaların hastanede kalıú
süresinde de 1-2 haftalık uzamaya neden olmaktadır (Strausbaugh,
2000).
Hastaneye
yatıúı
izleyen
ilk
4
gün
içerisinde
oluúan
pnömonilere erken, 5. gün ve daha sonra oluúan pnömoni ise geç
olarak adlandırılır. Erken pnömonide toplum kökenli etkenler S.
pneumoniae, H. ønfluenzae, M. Catarrhalis ve daha az sıklıkta gr (-)
20
bakteriler saptanırken, geç pnömonilerde P. aeruginosa, S. aureus,
Klebsiella veya Acinetobacter ssp. en sık saptanan etmenlerdir. Gr (-)
basiller
%
60
sıklı÷ında
saptanmaktadır.
Ventilatöre
ikincil
nozokomiyal pnömoniler % 20-40 sıklı÷ında polimikrobiyaldir
( Bibero÷lu ve Tarhan, 1998).
Anaerobik bakterilerin nozokomiyal pnömoniye neden olma
sıklı÷ı kesin olarak belirlenmemiútir. Bu bakterilerin izole edilebilmesi
amacıyla titiz mikrobiyolojik yöntemlerin uygulandı÷ı çalıúmalarda %
7-35 oranında etken oldukları saptanmıútır. Legionella cinsi bakterilere
ba÷lı nozokomiyal pnömoniler genellikle epidemiler úeklinde ortaya
çıkmaktadırlar. Seyrek olarak nozokomiyal pnömoniye yol açan
etmenler arasında enterokoklar, özellikle immun sistemi baskılanmıú
hastalarda
Candida
Mycobacteria
(atipik
ve
Aspergillus
cinsler
cinsi
dahil),
mantarlar,
Nocardia,
Pneumocystis
carini,
Cytomegalovirus ve di÷er Herpesvirus’ler bulunmaktadır (Akova,
1993).
Nozokomiyal pnömoninin ortaya çıkmasında baúlıca üç yol
vardır; aspirasyon, inhalasyon ve hematojen yayılım. Orofaringeal
veya gastrik materyalin aspirasyonu patogenezde rol oynayan en
önemli faktördür. Normal sa÷lıklı kiúilerin % 10’undan azında
orofarinkste gr (-) bakteriler kolonize olurken, hastaneye yatıúı takiben
ilk 48 saatte hastaların % 30-40’ında bu bakterilerle kolonizasyon
görülmektedir. Yo÷un bakımda yatan hastalarda bu oran
% 75’e
çıkmaktadır. Bir kez kolonizasyon geliútikten sonra, orofaringeal
materyalin
aspirasyonu,
bozulmuú
pulmoner
savunma
mekanizmalarının da katkısıyla kolayca pnömoni geliúmesine yol
açmaktadır (øncecik, 2002).
21
c) Cerrahi yara infeksiyonları
Cerrahi yara infeksiyonları, cerrahi giriúim sonrası ortaya
çıkarak mortaliteyi ve morbiditeyi artırmakta ve hastane giderlerini de
oldukça artırmaktadır.
Bu infeksiyonlar CDC 1986-1991 verilerine göre hastane
infeksiyonları içerisinde üçüncü sırada yer almaktadır. Hastanın yattı÷ı
servise, cerrahi uygulanan bölgeye göre cerrahi servislere yatan
hastaların %2.5’ine kadar ulaúan oranlarda cerrahi yara infeksiyonu
görülmektedir (øncecik, 2002).
Mangram et al. tarafından belirtildi÷i üzere, CDC verilerine
göre,
cerrahi hastalar arasında en yaygın hastane infeksiyonları,
cerrahi alan infeksiyonları (CAI)’dır ve bu infeksiyonların % 38’inden
sorumludur. CAI’lerin % 66’sı insizyon ile sınırlı iken % 33’ü ameliyat
esnasında ulaúılan organ ya da boúlukları da etkiler. CDC verilerine
göre her bir CAI, hastanede kalıú süresini ortalama olarak 7.3 gün
uzatmakta ve 3152 ABD doları düzeyinde ek maliyete yol açmaktadır
(Baskan, 2007).
Post-operatif yara infeksiyonunun ortaya çıkma olasılı÷ını
etkileyen en önemli faktörler, yaranın mikroorganizmalarla kontamine
olması, operasyonun süresi ve konakçının direncidir. “National
Research Council” 1984 yılında cerrahi yaraları kontaminasyon riskine
göre temiz, temiz kontamine, kontamine, kirli ve enfekte yara olarak
sınıflandırmıútır.
(NNIS)”’ın
“
National
Nosocomial
Infection
Surveillance
1991 verilerine göre infeksiyon oranı, temiz cerrahi
yaralarda % 2.1, temiz kontamine yaralarda % 3.3, kontamine
yaralarda %6.4, kirli ve enfekte yaralarda ise % 7.1 olarak
saptanmıútır (øncecik, 2002).
22
Staphylococcus
türleri,
Pseudomonas
türleri
ve
enterik
bakteriler cerrahi yara infeksiyonuna sebep olan baúlıca etmenlerdir.
Bu mikroorganizmaların üç önemli kayna÷ı vardır; sa÷lık personelinin
elleriyle bulaúan mikroorganizmalar, hastanın deri ve mukozalarının
normal
florası
ve
ameliyathane
ortamında
bulunan
mikroorganizmalar.
d) Nozokomiyal bakteriyemi
Nozokomiyal bakteriyemi, hastanın hastaneye yattıktan 48-72
saat sonra alınan kan kültürlerinde klinik olarak önemli kültür
pozitifli÷inin olmasıdır (Do÷anay, 1998). “ National Nosocomial
Infection Surveillance (NNIS)” ise bakteriyemi için “ya laboratuarca
kanıtlanmıú infeksiyon yada klinik sepsis” tanımını yapmaktadır
(Sümerkan, 1998).
2 tip bakteriyemiden söz edilmektedir: Kan kültürü pozitif
bulundu÷unda izole edilen bakteri ile ilgili vücudun baúka bir
bölümünde bir infeksiyon oda÷ı bulunmayan primer bakteriyemi ve
kanıtlanmıú bir infeksiyona neden olan bakteri ve bu infeksiyon
sonucu geliúen sekonder bakteriyemi (øncecik,2002).
Primer
bakteriyemilerde
S.
aureus,
koagulaz
negatif
stafilokoklar, enterokoklar ve kandida türleri en sık görülen etkenlerdir.
(Sönmez, 1998). Daha alt sıralarda da streptokoklar, gr (-) basiller,
di÷er gr (+) bakteriler bulunmaktadır. Polimikrobiyal bakteriyemilerde
de artıú vardır (Sümerkan, 1998).
NNIS’nin 1975 yılı verilerine göre E. coli, S. aureus, K.
pneumoniae sekonder bakteriyeminin en önemli etmenleri sayılırken,
1983 yılında S. aureus ve P. aeruginosa’nın neden oldu÷u sekonder
bakteriyemi epizodları ikiye katlanmıú, E. coli ise yedinci sıraya
düúmüútür (Sümerkan, 1998).
23
2.1.6 Antibiyotiklere Direnç
1941 yılında penisilin G ilk kez kullanım alanına girdi÷inde,
hastane infeksiyonlarından elde edilen Staphylococcus aureus
suúlarında penisilin direnci oranı sadece %1 iken, 5 yıl sonra bu oran
%38’e ulaúmıútır. Günümüzde ise hastane infeksiyonu etkeni olan S.
aureus suúlarında penisilin duyarlılı÷ından söz etmek úöyle dursun,
metisiline
direnç
vankomisine
oranı
azalmıú
bile
önemli
duyarlılıktan
boyutlara
söz
ulaúmıú,
edilmeye
hatta
baúlanmıútır
(Baútürk, 2005).
1961 yılında stafilokoklarda metisilin direnci tanımlanmıú,
1970’li yıllardan itibaren de metisilin dirençli Staphylococcus aureus
(MRSA) suúlarında multipl antiyotik direnci problemi ortaya çıkmıútır.
Direnç
probleminin
artmasıyla
birlikte
MRSA
tüm
dünyada
nozokomiyal epidemilere yol açan ciddi bir sa÷lık sorunu haline
gelmiútir. Uzun yıllardır yapılan çalıúmalara ra÷men epidemik S.
aureus suúlarını di÷erlerinden ayıran patojenik özellikler henüz tam
olarak anlaúılamamıú,
pandemilere neden olan metisiline duyarlı
80/81 S. aureus (MSSA) suúunun bile virulans belirleyicileri
saptanamamıútır.
80/81
MSSA
suúlu
hastalarda
ve
hastane
personelinde primer cilt lezyonlarına neden olan bir patojenken
metisiline dirençli suúlar genellikle fırsatçı bir patojen gibi hareket
etmektedir. Bu nedenle çok sayıda hasta kolonize ya da infekte olana
kadar MRSA problemi gözden kaçabilmekte ve iyi çalıúan bir
infeksiyon kontrol sistemi olmayan hastanelerde bu mikroorganizma
kolaylıkla endemik hale gelebilmektedir (ùardan, 2001).
Metisilin dirençli S. aureus suúları, aynı zamanda di÷er
antibiyotiklere de çoklu direnç gösterebilmektedir. Glikopeptidler,
24
vankomisin ve teikoplanin gibi oldukça kullanıúlı antibiyotiklere dahi
dirençli S. aureus strainlerinin varlı÷ı kanıtlanmıútır. Antibiyotiklerin
yanı sıra özellikle hastanelerde tercih edilen kuaterner amonyum
bileúikleri gibi bazı antiseptiklere ve dezenfektanlara da direnç
geliútirebilmektedir (Baron, 2004).
Stafilokoklarda metisiline direnç oranlarının yüksek olması
vankomisin kullanımını artırmaktadır. Birçok yayında vankomisin
kullanımının infeksiyon ve kolonizasyon için bir risk faktörü oldu÷u
bildirilmekte, S.aureus ve S.epidermidis' de vankomisin direnci riskini
artırdı÷ı vurgulanmaktadır (Climo et al, 2003).
Enterokoklarda vankomisin direnci ilk kez 1988’ de tanımlanmıú
ve daha sonra dirençli suúlar tüm dünyada yaygın hale gelmiútir.
“National
Nosocomial
Infections
Surveillance
System
(NNIS)”
verilerine göre vankomisine dirençli enterokokların oranı 1989’ da
%0,3 iken 1993’ te %7,9’ a yükselmiútir. Aralık 2000’ de NNIS’ e
bildirilen yo÷un bakım enterokok izolatlarının %26,3’ ü vankomisine
dirençlidir. 1995’ ten 1999’ a kadar yapılmıú çalıúmaların ortalaması
alınarak, bu veri ile karúılaútırıldı÷ında %31’ lik bir artıú oldu÷u
görülmüútür. Yo÷un bakım ünitesindeki hastalardaki nozokomiyal
infeksiyonlarda,
enterokoklar
3.
sıklıktadır.
Vankomisin
direnci
genellikle ampisilin ve aminoglikozidleri de kapsayan çoklu ilaç direnci
úeklindedir. Dirençli suúlar hastane ortamında kolaylıkla üreyebilmekte
ve bunlara ba÷lı kolonizasyon ve infeksiyon görülme olasılı÷ı
artmaktadır (Karagöz, 2005).
Ayrıca, bu bakterilerin S. aureus’ a laboratuvar koúullarında bile
olsa, vankomisin direncini aktarabilmesi, tehlikenin bir baúka boyutunu
oluúturmaktadır.
enterokokların
Bu
(VRE)
nedenle,
hastane
özellikle
vankomisine
ortamlarında
dirençli
geliúmesinin
ve
25
yayılmasının önlenmesi için sürekli olarak duyarlılık paternlerinin
izlenmesi gereklidir. Ülkemizde VRE infeksiyonlarının oranı düúük
olmakla
birlikte,
bu
konudaki
bildirimler
yayılma
açısından
düúündürücüdür (Gültekin ve Günseren, 2000).
Bakteriler arasında direnç aktarımında 6 temel mekanizma
tanımlanmıútır. Bunlar (Tenover and Mcgovan, 1996):
a) Daha önceden direnç bulunmayan bir bakteri toplulu÷una dirençli
organizmaların sızması,
b) Genetik mutasyon ile direncin oluúması,
c) Genetik materyal aktarımı ile direnç geliúimi,
d) Bakteri toplulu÷undaki birkaç suúta bulunan indüklenebilir direncin
indükleyici bir antibiyotik varlı÷ında baskın hale geçmesi,
e) Sınırlı, fakat dirençli bir subpopülasyonun seçilmesi,
f) Dirençli bakterilerin bir kurumda yaygınlık kazanmaları.
Ancak, en sık karúılaúılan direnç aktarım mekanizmaları
irdelendi÷inde,
gram
pozitif
bakterilerde
transformasyon
ve
transdüksiyon ile gram negatif bakterilerde konjugasyonun öne çıktı÷ı
görülmektedir.
Hatta,
enterik
bakterilerde
görülen
plazmid
transferlerinin hastanelerde çoklu dirençli mikroorganizmalarla oluúan
salgınlara neden olabildikleri de gösterilmiútir (Thompkins et al.,
1980). Konjugasyon aracılı geliúen DNA de÷iúimi gram pozitif
mikroorganizmalarda
genelde
hafife
alınmakla
birlikte,
direnç
genlerinin aktarılmasında yine de bu grup mikroorganizmalarda etkin
bir yoldur. Örne÷in, stafilokok ve enterokoklar arasında aminoglikozid
direncinin paylaúılmasında etkin olan mekanizma konjugasyondur
(Kaufhold et al.,1992).
26
2.2 Nozokomiyal ønfeksiyonların Oluúumu
2.2.1 Nozokomiyal infeksiyonların oluúumunda etkili faktörler
Nozokomiyal infeksiyonların oluúumunu etkileyen faktörler üç
baúlık altında toplanabilir (Akalın ve Korna, 1993):
A) Konak (Hasta)
Bir hastane infeksiyonunun geliúmesinde, kona÷a yani hastaya
ait özellikler önem taúır. Örne÷in hastanın yaúı (iki uçta risk yüksek),
esas hastalı÷ının (hastaneye yatıú nedeni olan hastalı÷ının) úiddeti,
immünite durumu, beslenme durumu, aldı÷ı ilaçlar ve di÷er tedaviler,
travma,
yanık,
do÷al
direnç
mekanizmalarının
sa÷lıklı
iúleyip
iúlemedi÷i gibi.
B) Biyolojik çevre (Mikroorganizmalar):
Hastane
infeksiyonuna
neden
olan
mikroorganizmalar,
biyolojik çevreyi oluúturmaktadır. Bunlar, hastanın kendi florasında
bulunan
mikroorganizmalar
(endojen
kaynaklı)
olabildi÷i
gibi,
hastanın yatmakta oldu÷u cansız çevreden veya tıbbi müdahaleler
esnasında sa÷lık personelinin elleriyle veya tıbbi alet ve ekipmanlarla
taúınan (ekzojen kaynaklı) mikroorganizmalar olabilmektedir. Hastane
florası da denilen bu ekzojen kaynaklı mikroorganizmalar, hastalara
uygulanan
tedavi úekilleri, antibiyotik kullanım politikası, hastanenin
co÷rafik konumu ve mevsimlere ba÷lı olarak hastaneden hastaneye,
hatta
aynı
hastane
göstermektedir.
içinde
birimler
arasında
dahi
farklılık
27
Hastanın normal flora dengesinin bozulması, hastanede yatıú
süresi, antibiyotik kullanımı, invaziv giriúimler, hastanın yattı÷ı klinik
çeúidi de hastane patojenlerinin hastada kolonizasyonunu etkileyen
en önemli faktörler arasında sayılmaktadır.
Cansız Çevre ve Mikrobiyal Direnç
Cansız yüzeyler, sık sık nozokomiyal infeksiyonların çıkıú
kayna÷ı olarak tanımlanmaktadır. Bir çok bakteri ve fungal tür uzun
süreler
boyunca
cansız
yüzeylerde
tutunarak
canlılıklarını
koruyabilmektedir (Kramer et al., 2006).
Yapılan çeúitli çalıúmalar sonucu belirlenen ve Kramer et al.
tarafından tablo haline getirilen,
klinik bazı bakterilerin, cansız
yüzeylerde hayatta kalabilme süreleri Çizelge 2.3’de verilmiútir.
Yapılan
bazı
çalıúmalarda,
mikroorganizmalar
tarafından
cansız yüzeyler üzerinde sürdürülen direncin yanı sıra, bu dayanma
süresini etkileyen baúka faktörlerin de bulundu÷u tanımlanmıútır. 4˚ C
ve ya 6˚ C gibi düúük bir sıcaklı÷ın, ço÷u bakteri, fungus ve virüs için
daha uzun bir direnci beraberinde getirdi÷i görülmüútür. Aynı úekilde
ortamdaki yüksek nem oranının da (örn; > %70), bazı virüslerle
uyuúmayan raporlara ra÷men, ço÷u virüs, bakteri ve fungusun yaúam
süresini uzattı÷ı belirtilmiútir (Kramer et al., 2006).
28
Çizelge 2.2 : Klinik ile ilgili bakterilerin cansız kuru yüzeylerde direnme süreleri
(Kramer et al., 2006)
Bakteri türü
Direnme süresi
Acinetobacter spp.
3 gün - 5 ay
Bordetella pertussis
3 – 5 gün
Campylobacter jejuni
6 güne kadar
Clostridium difficile (sporlar)
5 ay
Chlamydia pneumoniae, C. trachomatis
” 30 saat
Chlamydia psittaci
15 gün
Corynebacterium diphtheriae
7 gün – 6 ay
Corynebacterium pseudotuberculosis
1 – 8 gün
Escherichia coli
1.5 saat - 6 ay
Enterococcus spp.(VRE ve VSE dahil)
5 gün – 4 ay
Haemophilus influenzae
12 gün
Helicobacter pylori
” 90 dakika
Klebsiella spp.
2 saat - 30 ay
Listeria spp.
1 gün – aylarca
Mycobacterium bovis
> 2 ay
Mycobacterium tuberculosis
1 gün – 4 ay
Neisseria gonorrhoeae
1 – 3 gün
Proteus vulgaris
1 – 2 gün
Pseudomonas aeruginosa
6 saat –16 ay; kuru zeminde: 5hafta
Salmonella typhi
6 saat – 4 hafta
Salmonella typhimurium
10 gün – 4.2 yıl
Salmonella spp.
1 gün
Serratia marcescens
3 gün – 2 ay; kuru zeminde: 5 hafta
Shigella spp.
2 gün – 5 ay
Staphylococcus aureus, (MRSA dahil)
7 gün – 7 ay
Streptococcus pneumoniae
1 – 20 gün
Streptococcus pyogenes
3 gün – 6.5 ay
Vibrio cholerae
1 – 7 gün
29
Birkaç çalıúma da, cansız ortama daha yüksek oranda
inokulumun
olmasının,
desteklemektedir.
mikrobiyal
Bununla
birlikte,
direnci
yüzey
arttırdı÷ı
materyalinin
fikrini
tipi
ve
süspansiyon ortamın tipi de çeliúkili bir veri ortaya koymaktadır. Sonuç
olarak, yüksek oranda ba÷ıl nem içeren,
so÷uk bir odada,
nozokomiyal patojenin yo÷un bir inokulumu uzun bir mikrobiyal direnç
için en iyi úans olmaktadır (Kramer et al., 2006).
C) Fiziksel ve sosyal çevre
Hastalar ve hastane personeli, içinde bulundu÷u ortam,
eúyalar, yiyecek - içecekler ve hava ile sürekli temas halindedir ve bu
cansız çevre çeúitli mikroorganizmalar içermektedir. Hastanedeki
cansız
çevre,
potansiyel
mikroorganizma
kayna÷ıdır
ve
mikroorganizmalar, suda, yiyeceklerde, havada, araç ve gereçlerde ve
tüm yüzeylerde bulunur. Çiçek vazolarındaki suların mililitresinde 109
‘a
kadar varan mikroorganizma (genellikle Pseudomonas) bulunabilir.
Stetoskopların
üzerinde
kolonize
olabilirler.
Tuvaletler
mikroorganizmalar için önemli bir kaynak teúkil eder. Kanserli bir
hastanın materyalleri Aspergillus kayna÷ıdır. Nozokomiyal solunum
yolu infeksiyonlarında, mikroorganizmaların taúınma ve bulaúma yolu
havadır (Erkmen, 1994).
Tanı veya tedavi amacıyla kullanılan tıbbi araç ve gereçler,
hastanın deri ve mukoza bütünlü÷ünün bozulmasına neden olarak,
mikroorganizmaların vücuda giriúini kolaylaútırmaktadır.
Hasta ile
ilgilenen sa÷lık personelinin elleri de önemli bir mikroorganizma
kayna÷ı olabilmektedir. Ancak tüm bunların içerisinde hastane
infeksiyonu riski açısından en önemli olanlar hava ve sudur. Klimalar,
buhar makinaları, diyaliz sıvıları, fizik tedavi tankları gibi su içeren
30
ortamlar, önemli mikroorganizma kayna÷ı olabilmektedir. Aynı úekilde
hastane atmosferi de, toz parçaları veya damlacıklar yolu ile taúınan,
özellikle zatürre, kızamık , mantar infeksiyonları gibi nozokomiyal
infeksiyonlara sebep olan mikroorganizmalar açısından oldukça
önemlidir. Hastanın kiúisel alıúkanlıkları, ekonomik koúulları, sosyal
çevresinin tutumu da (hasta ziyaretleri gibi) hastane infeksiyonlarının
yayılımı açısından önemlidir. Ekonomik koúulların iyi olması ve
hastanın ve sosyal çevresinin e÷itimli ve bilinçli davranması
nozokomiyal infeksiyonları önemli ölçüde etkilemektedir.
2.2.2 Nozokomiyal infeksiyonların bulaúma yolları
Bulaúmada beú ana yol vardır (ùener, 2005):
1. Temas ile geçiú: Hastane ortamında infeksiyonların en sık
ve en önemli geçiú úeklidir. Temas ile geçiúin iki ayrı yolu vardır:
a. Do÷rudan temas, vücut yüzeyinin baúka bir vücut yüzeyine (kiúiye)
temas etmesi ile mikroorganizmaların fiziksel olarak aktarılmasıdır.
Do÷rudan temas ile bulaúma sa÷lıklı birey ile hasta birey arasında
olabildi÷i gibi iki hasta arasında da olabilir.
b. Dolaylı temas ile geçiú sa÷lık personelinin hastadan hastaya
geçerken ellerini yıkamaması veya klinik uygulamada kullanılan
enstrümanlar ve di÷er aletler gibi kontamine cansız nesnelerin
hastalar arasında kullanılması sonucunda ortaya çıkan pasif geçiú
úeklidir.
2. Damlacık yoluyla geçiú: Teorik olarak bu yol da temas ile
geçiúin bir baúka formudur. Ancak mikroorganizma kona÷a do÷rudan
veya dolaylı temastan oldukça farklı bir mekanizmayla bulaúır. Bu
31
nedenle farklı bir bulaú yolu olarak kabul edilir. Damlacıklar (>5 ȝm)
kaynak kiúi tarafından öksürme, horlama, konuúma veya aspirasyon,
bronkoskopi gibi iúlemler sırasında etrafa yayılır. Damlacıklar havada
süspanse olarak kalmadı÷ından damlacık bulaúının önlenmesi için
özel havalandırma ve ventilasyon gereksizdir, bu yönden hava yoluyla
bulaúma ile damlacık yoluyla bulaúma birbiriyle karıútırılmamalıdır.
3. Hava yoluyla bulaúma: Havada asılı kalan damlacık
çekirde÷i (küçük partiküller [<5 ȝm]) veya mikroorganizma içeren toz
partikülleri ile olur. Bu patojenler havada asılı kalır, aynı odayı
paylaúan duyarlı kona÷a soluma yoluyla bulaúırlar. Bu nedenle özel
havalandırma ya da ventilasyon sistemi gerekmektedir. Bu yolla
bulaúan mikroorganizmalar arasında Mycobacterium tuberculosis,
rubeola ve varicella zoster virusu vardır.
4. Ortak kullanım yoluyla geçiú: Mikroorganizmalar tarafından
kirlenen
besinler,
sular,
kan,
klinik
uygulamada
kullanılan
enstrümanlar ve di÷er gereçler ile ilaçların ortak kullanılması
sonucunda gerçekleúen bulaúma úeklidir.
5. Vektörler yoluyla geçiú: Sivrisinekler, pire, sülük gibi
omurgasız hayvanlar ya da fare gibi kemirici vektörler aracılı÷ıyla
mikroorganizmaların bulaúmasıdır.
2.2.3 Nozokomiyal infeksiyon riskini arttıran etmenler
Hastane infeksiyonu riskini artıran baúlıca etmenler úunlardır
(Süngü, 2007):
• Havalandırma,
• Havalandırma ve solunum ekipmanları,
• Toz oluúumu,
32
• Yiyecek ve gıdalar,
• Su ile çalıúan veya üreten sistemler,
• Islak hacimler,
• Tıbbi iúlemler, malzemelerin kullanımı,
• Yetersiz temizlik hizmetleri
2.3 Hastane Atmosferi
2.3.1 Hastane atmosferini etkileyen faktörler
Dıú ortamlarda oldu÷u gibi kapalı alanlarda da ortam havasını
kirleten ve insan sa÷lı÷ını olumsuz yönde etkileyen partiküller ve
mikroorganizmalar mevcuttur.
Ultramikroskobik ve mikrokanatlı parçalar halindeki sıvı veya
katı iç hava kirleticileri “partikül” olarak adlandırılmaktadır. Gözle
görebilece÷imiz partiküller,
10 µm den büyüktür. Bazı partikül
büyüklüklerine örnek verecek olursak; ortamda bulunan kaba toz 10 20 mikrondur. Kan partikülleri 14 mikron, tüberküloz basilleri 2-6
mikron uzunlu÷unda, 0.5 mikron geniúli÷indedir (Korkmaz, 2005).
Partiküller ve mikroorganizmaların birlikte bulunuú úekilleri úekil
2.1’de úematize edilmiútir. Bu kirleticiler,
dıú ortamdan içeriye
taúınabildi÷i gibi insan derisinden dökülen tanecikler, giysiler veya
parfümler gibi çok farklı sebeplerle de havaya karıúabilir. Kapalı
alanlara havalandırma yoluyla giren toz partiküllerinin yanısıra partikül
yayan en önemli kaynak insanlardır. Örne÷in; hareketsiz duran bir
insan dakikada 100.000 adet 0.3 ȝm boyutunda partikül yayarken,
normal hareket eden bir insan dakikada 1.000.000’un üzerinde
33
partikül yayabilmektedir. Yapılan ölçümlerde, sıradan temiz oda
koruyucusu kullanan bir çalıúanın, yüzünün açık olan kısımlarından ve
ayakkabılarından yayılan taneciklerin sayısının, tulum úeklinde
koruyucu, maske ve uzun eldiven gibi koruyucu kullanan kiúiden 10
kat fazla oldu÷u görülmüútür (Süngü, 2007).
ønsanlardan yayılan partiküllerin 1000’de biri, ço÷alabilen
bakteri veya di÷er mikroorganizmalardan oluúmaktadır. Örne÷in;
hapúıran bir insan 1.000.000 partikül yaymakta ve bunun 40.000’i
mikroorganizma içermektedir. Aynı úekilde yüksek ses ile 100 kelime
konuúan bir kiúiden 250 partikül yayılmaktadır ve bunun da 40 tanesi
mikroorganizma içermektedir (Süngü, 2007).
ùekil 2.1: Mikroorganizma – partikül iliúkisi (Korkmaz, 2005)
Bir insan, günde yaklaúık olarak
22 000 kez nefes alıp
vermektedir. Normal bir insan saatte 0.5 m3 havayı teneffüs ederken,
çalıúan bir insan ise saatte 8-9 m3 havayı solumaktadır. Her nefesle
de 40 000 ila 70 000 adet partikül vücuda girmektedir. ùekil 2.1’de
görüldü÷ü gibi, bir çok bakteri ve virüs de havadaki bu partiküllere
tutunarak,
soludu÷umuz
havayla
vücudumuza
girmektedir.
Bu
34
sebeple, özellikle hastane gibi hava kalitesinin kontrol altında
tutulması gereken özel alanlarda, havadaki partiküllerin ortama
giriúinin
engellenmesi
gerekmektedir.
Bu
da
havanın
kademelerde filtrelerden geçirilmesiyle sa÷lanabilmektedir.
çeúitli
Bu
durumlarda istenen hava kalitesini elde etmek için, filtre seçimini iyi
yapmak gerekmektedir (Korkmaz, 2005).
2.3.2 Temiz odalar
Temiz oda; partikül ve mikroorganizma sayısının, sıcaklı÷ın,
nem oranının, taze hava miktarının, ortam hava basıncının, hava
hareketlerinin ve buna benzer parametrelerin kontrol altında tutuldu÷u
kapalı ortamlardır. Hastanelerde bulunan ameliyathaneler, yo÷un
bakım üniteleri, sterilizasyon, IVF (in vitro fertilizasyon) üniteleri,
genetik laboratuarlar, tıbbi laboratuarlar vb. alanlar temiz oda olarak
sınıflandırılır.
2.3.2.1 Hastane ortamındaki temiz odalar
DIN 1946/4 standardına (hastanelerde klima tesisatı ve
havalandırma esasları) göre hastane ortamları iki gruba ayrılmıútır.
Bunlar;
• Birinci sınıf ortamlar,
• økinci sınıf ortamlar.
Birinci sınıf ortamlar: Yüksek derece úartlar gerektiren
mikroorganizmasız bölgeler olarak tanımlanmaktadır. Bu alanlar;
• Ameliyathaneler,
• Ameliyathanelere do÷rudan dahil olan odalar (koridorlar, steril
malzeme deposu vb.),
35
• Ameliyat öncesi ve sonrası hazırlık odaları,
• Sterilizasyon,
• Yo÷un bakım üniteleri (ICU),
• Yeni do÷an bakım odaları vb.
økinci
sınıf
ortamlar:
Normal
úartlar
gerektiren
mikroorganizmasız bölgeler. Bu alanlar;
• Do÷um odası,
• Hasta odası,
• Muayenehaneler,
• Radyoloji,
• Laboratuvarlar,
• Eczane,
• Endoskopi vb.
2.4 Hastane ønfeksiyon Kontrolü
Amerika Birleúik Devletleri baúta olmak üzere bütün dünyada
hastane
infeksiyonu
kontrolüne
yönelik
çeúitli
programlar
geliútirilmiútir. 1950’li yılların ortalarında hastanelerde stafilokok
infeksiyonlarının ve bu bakterinin penisiline direncinin artması, sa÷lık
çalıúanları için önemli bir sorun olmaya baúlamıútır. Bunun üzerine
1958 yılında American Hospital Association (AHA) her hastanede
“Hastane ønfeksiyon Kontrol Komiteleri” oluúturulmasının nozokomiyal
infeksiyonların en düúük düzeye indirilmesi için gerekli oldu÷unu
açıklamıútır. Bunu 1962 yılında øngiltere’de ortaya atılan “Enfeksiyon
Kontrolü Hemúiresi” kavramı izlemiútir. Ülkemizde de 1984 yılında bu
tür uygulamalar baúlamıú; bu konuda Hacettepe Üniversitesi Tıp
36
Fakültesi Hastanesi öncülük etmiú, bunu di÷erleri izlemiútir (øncecik,
2002).
Hastane infeksiyon kontrolü, hastalık kontrolü ve önlenmesi ile
ilgili
önemli
bir
alan
olarak
karúımıza
çıkmaktadır.
Hastane
infeksiyonlarının yaklaúık üçte biri önlenebilir. Burada en önemli
uygulamalar el yıkama ve izlem (sürveyans) / geri bildirimdir.
ønfeksiyonun önlenmesinde öncelikle bulaú yolunun anlaúılması
önemlidir. Etkenler temas (do÷rudan veya mikroorganizmalarla
kirlenmiú cansız cisimler aracılı÷ıyla), damlacık yolu ile, solunum yolu
ile, ortak kullanılan malzeme, besin sular veya vektörler yolu ile
bulaúabilir. Etken bulaú yoluna göre de kontrol ve izolasyon önlemleri
uygulanır. Standart önlemler, ter hariç tüm vucut sıvıları, kan, vücut
salgıları, çıkartılar, mukozalar veya bütünlü÷ü bozulmuú deri ile temas
söz konusu oldu÷unda hastanın tanısına ve olası infeksiyon
durumuna bakılmaksızın bütün hastalara uygulanan önlemlerdir.
Bunlara ilaveten etkene özel bulaú yolları ile ilgili önlemler de
uygulanır. Örne÷in MRSA gibi dirençli mikroorganizmalar için standart
önlemler yanı sıra temas önlemleri; kızamık gibi solunum yoluyla
bulaúan etkenler için standart önlemlere ilaveten solunum yolu
önlemleri uygulanmaktadır. Temel izolasyon önlemleri; el yıkama ve
eldiven takma; hastaların ayrı odalara yerleútirilmesi veya aynı etkeni
taúıyanların beraberce gruplanması (kohort), odalara giriú çıkıú,
hastanın farklı bir yere taúınması gerekti÷inde uygulanacak önlemler,
önlük,
yüz,
göz
koruyucu,
maske
kullanımı,
hasta
ile
ilgili
malzemelerin ayrılması, çamaúırların uygun biçimde toplanması ve
taúınması gibi basamakları kapsar.
37
Hastane infeksiyonlarına neden olan etkenlerin antibiyotik
direncindeki artıú ve bu dirençli patojenlerin üniteler ve hastaneler
arasındaki yayılımı, tedavi baúarısızlıklarına, hasta morbiditesi ve
mortalitesinde artıúa, büyük ekonomik kayıplara yol açmaktadır. Bu
nedenlerle, Sa÷lık Bakanlı÷ı A÷ustos 2005 tarihinde (Resmi gazete
tarih/sayı: 11.08.2005/25903) bir ønfeksiyon Kontrol Yönetmeli÷i
yayınlamıútır. Bu yönetmelik, her yataklı tedavi kurumunda, hastane
infeksiyon kontrolü ile görevli bir ønfeksiyon Kontrol Komitesinin ve
ønfeksiyon Kontrol Ekibinin kurulmasını zorunlu hale getirmiútir.
ønfeksiyon
Kontrol
Komiteleri
(øKK),
yönetim
temsilcisi
(Baúhekimlik temsilcisi), ønfeksiyon Kontrol Ekibi üyeleri (250 yatak
için bir hemúire ve ønfeksiyon kontrol hekiminden oluúan ekip),
ønfeksiyon
Hastalıkları
uzmanı,
Hastane
epidemiyolo÷u,
Klinik
Mikrobiyolog, øç Hastalıkları Bölümü temsilcisi, Cerrahi bilimler
temsilcisi, hastane Eczacısı, Hemúire temsilcisi, Merkezi Sterilizasyon
Ünitesi sorumlusu, ve teknik birim sorumluları (Hastane müdürü,
mutfak, temizlik iúleri sorumluları, Teknik Hizmetler sorumlusu ) gibi
üyelerden oluúur. øKK, infeksiyon kontrolü ile ilgili planların yapıldı÷ı,
politikaların belirlendi÷i bir kuruldur. øcraat ønfeksiyon Kontrol Ekibince
gerçekleútirilir.
CDC
tarafından
gerçekleútirilen
“Nozokomiyal
ønfeksiyon
Kontrolünün Etkisi Üzerine Çalıúma (SENIC)” projesiyle sürveyansın
önemi kanıtlanmıú, aktif sürveyans programı uygulayan hastanelerde
bu tür program uygulamayan hastanelere göre nozokomiyal infeksiyon
% 32 daha az bulunmuútur ( Hayran ve Akalın, 1993). Hastane
infeksiyonlarının az olmasının, bir sa÷lık kurumunun hizmet kalitesini
belirleyen
en
önemli
unsurlardan
biri
oldu÷u
ve
hastane
38
infeksiyonlarının önlenmesinin ancak multidisipliner bir ekiple mümkün
olaca÷ı unutulmamalıdır.
2.4.1 Alınması gereken önlemler
Hava kaynaklı nozokomiyal infeksiyonların oluúumunu
önlemek için dikkat edilmesi gereken üç parametre vardır:
a) Ameliyathanedeki trafik: Havada uçuúan bakterilerin en
önemli kayna÷ı operasyon odasındaki personelin cilt florasıdır.
Havadaki bakteri sayısı, odada hareket eden insan sayısı ile
orantılıdır. Odadaki insan sayı ve hareketi mümkün olan en az düzeye
indirilmelidir. Ameliyat odalarının kapısı kapalı tutulmalıdır. Yapılan
2
çalıúmalar kapısı kapalı ameliyat odalarında m ’ye düúen koloni
oluúumunun kapısı açık ameliyat odalarından anlamlı olarak daha
düúük oldu÷unu göstermiútir (Aygen, 2004).
b) Isı ve Nem: Doktor ve hasta konforu önemlidir. Düzenli bir
úekilde ısı ve nem kontrol edilmelidir. Nem %55’den daha az
0
olmamalıdır. Isı 18-24 C olmalıdır (Aygen, 2004).
c) Havalandırma: Saatte 15-20 kez hava de÷iúimi yapılmalıdır.
HEPA filtreleri 0.3 mikron çapından daha büyük partikülleri uzaklaútırır
ve
laminar
akımla
birlikte
kullanıldı÷ında
etkinli÷i
%99.97’dir.
Ultraclean hava cerrahi alan infeksiyon riskini düúürür. Özellikle
ortopedik implant operasyonlarında önemlidir. Havanın kirlilik oranı ve
havalandırmanın çalıúıp çalıúmadı÷ı belli aralıklarla kontrol edilmelidir
(Aygen, 2004).
39
2.4.2 Havalandırma ve havalandırma sistemleri
Ameliyathane, yo÷un bakım ve benzeri ünitelerde steril bir
ortam oluúturulması, gerek operasyon sırasında, gerekse ameliyat
sonrası iúlemlerde, hastanın infekte olmaması için büyük önem arz
etmektedir.
Bu
nedenle
önemli
ameliyatların
yapılaca÷ı
ameliyathanelerde, hastanın etrafında bir hava perdesi yaratılır. Bunu
sa÷layan ise ameliyat masasının hemen üstüne yerleútirilen laminar
akım ünitesidir (Anonim, 3).
Hastanede çalıúan ve sa÷lık hizmeti alan insanların ihtiyacı
olan temiz hava ve nem, uygun yerleútirilmiú klima sistemleri ile
mümkündür.
Endüstriyel
veya
konfor
klima
ve
havalandırma
sistemlerinde sıcaklık, nem ve taze hava oranından oluúan üç ana
parametre yeterli olurken, hijyen ortamlarının sistem tasarımında,
parametre
sayısı
yediye
çıkmaktadır.
Bu
tip
ortamların
iklimlendirilmesinde, konfor sistemlerinin tasarım parametrelerine ilave
olarak havadaki partikül sayısı, mikro-organizma sayısı ve türleri,
hijyenik ortam ile yan mahaller arasındaki görece basınç farkı,
havanın hızı ve yönü de düúünülmelidir. Bu nedenle hijyenik
ortamların klima ve havalandırma sistemlerinin tasarımı konfor
sistemlerine göre daha karmaúık ve daha zor olmaktadır. Bu tip
tasarımlar bu alanda yeterli bilgi ve tecrübeye sahip mühendisler
tarafından yapılmalıdır (Süngü, 2007).
Sa÷lık kuruluúlarında havalandırma sistemleri, ilgili sa÷lık
personeli,
infeksiyon
kontrol
uygulama
sorumluları
ve
ilgili
mühendislerin iú birli÷i ile dizayn edilmeli ve gerekti÷inde modifiye
edilmelidir. Hastane binaları havalandırılırken mevcut havalandırma
sistemi; ortam havasının, çalıúanlar, hastalar ve ziyaretçiler için
optimum sıcaklık ve neme sahip olmasını sa÷lamalı, kokuyu kontrol
40
edebilmeli, kontamine havayı uzaklaútırabilmeli, duyarlı hasta ve
çalıúanların hava yolu ile bulaúabilen infeksiyonlara karúı korunmasını
sa÷layabilmeli ve patojenlerin, enfekte kiúilerden hava yolu ile çevreye
yayılımını en aza indirebilmelidir (Özyurt, 2007).
Havalandırma sistemi; dıúarıdaki havayı içeri alan, filtre eden,
nem kontrolü, ısıtma ve so÷utma ekipmanları ile fanlar, fan kanalları
ve hava tahliye sistemlerinden oluúur. Filtre yetersizlikleri, yanlıú
montaj ve yetersiz bakım nedenleriyle havalandırma sistemlerinin
performanslarındaki azalma, hava kaynaklı infeksiyonların yayılımına
katkıda bulunur. Klinikler, hastaneler ve acil yardım merkezleri gibi
yüksek risk taúıyan ortamlarda, úüpheli vakalar için ayrı bir
havalandırma sistemine sahip izolasyon odaları oldukça önem
taúımaktadır. Hava kaynaklı partikülleri minimize etmek için havanın
en az 0.25m/saniye hızla HEPA filtreden geçerek odada sirküle
olması gerekmektedir. Bulaúma olasılı÷ı, havada bulunan infeksiyöz
partiküllerin
yo÷unlu÷u
ve
solunan hava
miktarı ile
iliúkilidir.
Havalandırma sistemlerinin çalıútırılması ve bakımı uygun de÷ilse,
çevresel kontroller için baúarılı bir infeksiyon programının ana
unsurlarını oluúturan personel e÷itim ve ö÷retimi yetersiz kalacaktır
(Özyurt, 2007).
Temiz odalarda kullanılan klima tesisatlarının kalbi,
filtre
sistemidir. Temiz odada sa÷lanması istenilenlerin baúında, mahale
sevk edilen havanın partikül ve mikroorganizmalardan arındırılmıú
olmasıdır. Filtrelerin de÷iúim periyodları, dıú hava kirlili÷ine ba÷lı
olarak, ön filtrelerde bir-iki ay, hassas filtrelerde altı-sekiz ay, HEPA
filtrelerde üç-beú yıl arasıdır. Burada dikkat edilmesi gereken husus
HEPA filtreyi korumaya yönelik, ön ve hassas filtrelerin daha sık
olarak de÷iútirilmesidir (Özyurt,2007).
41
2.4.3 Cansız yüzeylerin temizli÷i
Global ønfeksiyon Kontrol Toplulu÷u içinde, nozokomiyal
patojenlerin geçiúini önlemek amacıyla,
hastanelerdeki cansız
yüzeylerin iyileútirilmesi ile ilgili halen devam eden bir tartıúma vardır.
Tartıúmanın temelinde, yüzey dezenfeksiyonunun etkinli÷inin, hastalar
üzerinde bir zararının oldu÷unu kanıtlayan epidemiyolojik bir veri
bulunmaması
(örn;
nozokomiyal
infeksiyon
oranlarının
önemli
miktarda artıúı) ve bazı bilim adamlarının antimikrobiyal olmayan
deterjanlarla yapılan yüzey temizli÷inin, genellikle yeterli oldu÷unu
varsayması bulunmaktadır. Di÷er bilim adamları ise, yüzeylerin
temizli÷inde antimikrobiyal ajanları tercih etmektedir, çünkü en
azından hastaların yakın çevresinde, mikrobiyal kontaminasyona ba÷lı
olarak ve nozokomiyal patojenlerin geçiúiyle meydana gelebilecek
potansiyel bir infeksiyon riski bulundu÷u düúünülmektedir (Kramer et
al., 2006).
Hastanelerdeki yüzeylerin ve tıbbi ekipmanların temizli÷inde
kullanılan bazı kavramlar úöyledir:
Sterilizasyon: Bir hastanenin infeksiyon oranını ve cerrahi
dalların baúarısını belirleyen faktörlerden biri de o hastanede yapılan
sterilizasyon uygulamalarıdır. Sterilizasyon, ortamdaki tüm canlı ve
spor halindeki mikroorganizmaların öldürülmesi iúlemidir.
Hastanelerdeki
sterilizasyon
uygulamaları
genellikle
‘sterilizasyon merkezi’ adı verilen alanlarda yürütülür. ødeal olan her
hastanede
bir
tek
sterilizasyon
merkezi
oluúturmak
ve
tüm
sterilizasyon uygulamalarını bu merkezde ve yeterli bilgi birikimine
sahip personel tarafından yürütmektir. Sterilizasyon için çeúitli
yöntemler kullanılmaktadır. Bu yöntemler sterilizasyonun yapısına ve
42
mikroorganizmalara etkisine göre 3 ana baúlıkta toplanabilir (ùener,
2005):
Fiziksel
iúlemler
(iyonize
radyasyon,
kuru
ısı
vs.),
fizikokimyasal iúlemler (buhar, buhar/formaldehid vs.) ve kimyasal
iúlemler (etilen oksit, gluteraldehid vs.)
Dekontaminasyon: Dekontaminasyon, nesnelerden patojen
mikroorganizmaların
uzaklaútırılmasıdır.
Bu
da
temizlik
ve
dezenfeksiyon ile sa÷lanır. Temizlik; su, enzimatik çözücüler ve
deterjanlar
yardımıyla
bir
nesnedeki
yabancı
materyalin
uzaklaútırılmasıdır. Cerrahi ekipmanın üzerinde veya içerisinde
kalacak organik atıklar (doku parçaları, kan ve sekresyonlar)
sterilizasyonun etkinli÷ini azaltır. Bu nedenle, dekontaminasyon
sırasında cerrahi malzemeler birleútirilebilir en küçük parçalarına
kadar ayrılmalı ve tekrar birleútirilmeden paketlenerek sterilizasyona
verilmelidir.
Dezenfeksiyon:
Hastane
infeksiyonlarından
korunmada
oldukça önemli olan “dezenfeksiyon” kavramı, cansız nesneler
üzerinde bulunan, potansiyel olarak patojen mikroorganizmaların
(genellikle bakteri endosporlarını etkilemeden) kimyasal maddeler
veya ısıya dayalı fiziksel uygulamalar ile elimine edilmesidir.
Sterilizasyondan, sporisid aktivitesinin olmaması ile ayrılır. Bu
tanımdan
da
anlaúılaca÷ı
gibi
dezenfeksiyon,
ortamdaki
tüm
mikroorganizmaların ölmesinin gerekmedi÷i, ancak miktarlarının kabul
edilebilir bir seviyeye düúürülmesinin yeterli oldu÷u iúlemlerde
kullanılır. Bu amaçla kullanılan kimyasal maddelere “dezenfektan”
denir. Endosporlara da etkili olan ve “sterilanlar” olarak da bilinen
kimyasal maddelerin kullanıma girmesiyle günümüzde dezenfeksiyon
terimi, mikrobiyal kontaminasyonu minimal düzeyde azaltmaktan,
sterilizasyona kadar uzanan geniú bir kavramı içine alır.
43
Dezenfektan ve antiseptik maddeler, hastanelerde yo÷un bir
úekilde kullanılır ve bu maddeler olmadan infeksiyon kontrollerinden
söz etmek mümkün de÷ildir. Bu kimyasal ajanların içerdikleri aktif
maddelerin konsantrasyonları, pH’ı , etki spektrumu (bakteri, virüs,
mantar vs.), önerilen temas süresi, depolanması gibi parametreler
mikrobiyal aktivitesini etkileyen faktörlerdir (Nakipo÷lu ve Gürler,
2004).
Hastanelerde sıklıkla sorun olabilen mikroorganizmalar; bazı
vejetatif bakterilerin yanı sıra; tüberküloz basili, mantarlar, bazı zarflı
ve zarfsız viruslar, protozoonlar, prionlar ve bakteri endosporlarıdır.
Dezenfektanların yararlı etkilerinin yanı sıra zararlı etkilerinin de
olabildi÷i 1960’lı yıllardan sonra dikkati çekmeye baúlamıútır. Farklı tip
dezenfektanların farklı kimyasal özellikleri vardır ve formülasyonları
çok çeúitlilik gösterir. Bu nedenle ürünün kullanımına ait sorunlarla ve
cerrahi aletlerin yüksek seviyeli dezenfeksiyonundan kaynaklanan
problemlerle karúılaúmak mümkündür. Dezenfektanların birço÷u
toksik özelli÷e sahip olup, cilt ve gözlere zarar verir. Bir kısmı ise
oldukça koroziv özellik taúırken, bazı dezenfektanlar da kapalı
alanlarda kullanıldıklarında solunum problemlerine yol açabilirler. Bazı
dezenfektanlar,
etkisizleúir
veya
di÷er
temizlik
geçinemezler.
maddeleri
ile
karıútırıldıklarında
Kuarterner amonyum
bileúikleri
sabunlarla ve birçok normal deterjanla geçimsizdir. Hipokloritler ve
di÷er bazı halojen ürünler özellikle asitlerle karıútırıldıklarında oldukça
reaktiftirler. Bu gibi sorunların önlenmesi için yüzeyi temizlemede
deterjanlar veya di÷er kimyasal maddeler kullanılmıú ise, dezenfektan
uygulanmadan önce iúlem gören bu yüzeyin temiz su ile yıkanması
gereklidir (ùener, 2005).
44
2003 yılında, Hastalık Önleme ve Kontrol Merkezi’nin Sa÷lı÷ın
Korunumu ve ønfeksiyon Kontrolü Uygulama ve Danıúmanlık Komitesi
(CDC/HICPAC; Atlanta. GA) tarafından, halk sa÷lı÷ı tesislerindeki
çevresel
infeksiyon
kontrolü
için
güncellenmiú
kılavuzlar
yayınlanmıútır. Bu tavsiyelerin bir kısmında, hasta koruma alanlarının
temizli÷i için stratejiler belirlenmiú ve temizlik hedefi olarak úunlar
belirtilmiútir:
Gözle
görülür
bir
úekilde
temiz
olan
yüzeylerin
korunmasına çalıúılmalı, daha fazla temasa maruz kalan yüzeyler,
fazla temas olmayan yüzeylerden daha sık dezenfekte edilmeli ve
kaza ile dökülen sıvılar hızlı bir úekilde temizlenmelidir. Çevre Koruma
Ajansı (EPA)’ nın seçti÷i çevresel servis çalıúanları, hasta koruma
alanlarında
cansız
yüzeylerin
temizli÷i
için
deterjan
ve
dezenfektanların birlikte kullanımını önermektedir (Hota, 2004).
2.4.4 Temiz oda standartları
Temiz
odalarla
ilgili
çeúitli
ülkeler
tarafından
çıkarılan
standartlar bulunmaktadır. Ancak hepsinin temeli 1963 yılında
Amerika Birleúik Devletleri’nde çıkarılan “U.S. Federal Standart 209”
dur. Daha sonra bu standart geliútirilerek, 1988 yılında 209 D ve
metrik (SI) birim sisteminde tanımı geniúletilerek de 1992 yılında 209
E standardı çıkarılmıútır. Ancak bu Federal Standart da 1999 yılında
yürürlükten kaldırılmıú ve yerini ISO 14 644/1’e bırakmıútır. “Hava
Temizli÷inin Sınıflandırması” adını taúıyan bu standart, 209 E’nin bir
üst versiyonudur. Ttemelde her ikisi de aynı özelliklere sahip olmasına
ra÷men, ISO 14 644-1 standardında ilaveten 3 sınıf daha dahil
edilmiútir. ISO 14 644-1 standardına göre temiz oda sınıflandırmaları
Çizelge 2.4’de gösterilmiútir.
45
Çizelge 2.3: ISO 14644-1 Standardına Göre Temiz Oda Sınıflandırmaları
Sınıf
ISO
1
ISO
2
ISO
3
ISO
4
ISO
5
ISO
6
ISO
7
ISO
8
ISO
9
Mikrometre ölçüsüne göre metreküpteki partikül sayısı
0.1 um 0.2 um 0.3 um 0.5 um
1 um
5 um
10
2
100
24
10
4
1,000
237
102
35
8
10,000
2,370
1,020
352
83
100,000
23,700
10,200
3,520
832
29
8,320
293
352,000
83,200
2,930
3,520,000
832,000
29,300
1,000,000 237,000 102,000 35,200
35,200,000 8,320,000 293,000
Sa÷lık alanındaki temiz odaların standartlarını belirlemek için
yapılan ölçümlerde, birim hacimde (ft3 / m3), 0.5 mikron çapında
bulunan partiküllerin sayısı baz alınmaktadır.
ISO 14 644-1
standardına göre, ameliyathane bölümlerini de içeren steril alanlar,
ISO 5 sınıfına göre de÷erlendirilmektedir. Buna göre, ISO 5 sınıfında
1 m3’de bulunması gereken 0.5 mikron çapındaki maximum partikül
miktarı 3,520 ‘dır.
Temiz ve steril üretim alanları için temiz hava kalitesini
belirleyen faktörler partikül ve mikroorganizma sayısı olması ve
46
partikül
ve
mikroorganizma
sayısı
birbirine
ba÷lantılı
olarak
gözükmesine ra÷men, kontrollerinin ayrı ayrı ve sınıflandırmanın da
buna göre yapılması gereklidir (Kenter, 2002).
Ancak, gıda ve ilaç üretim tesislerine ait, havadaki maximum
mikroorganizma konsantrasyonunu belirleyen standartlar olmasına
ra÷men, hastanelerdeki temiz alanlara yönelik mikroorganizma
konsantrasyonunu sınırlayan bir standarda rastlanmamıútır. Bununla
ilgili olarak sadece Çizelge 2.6’da belirtildi÷i gibi referans çalıúmalar
(Cucchiara et al., 1994) ve öneriler mevcuttur.
Çizelge 2.4: Rutin aktiviteler esnasında ve hastaların yoklu÷unda, iyot buharı ile
sterilizasyonda “Air Microbe Index” e göre çevresel kontaminasyon derecesinin
saptanması için referans standartlar
Air Microbe Index (AMI)
Seviye
0-5
Mükemmel
6-25
øyi
26-50
Uygun*
51-70
Kötü
71-100
Çok kötü
*Bu seviye hastanenin hiç bir alanında aúılmamalıdır.
Alanlar
Çok riskli
Riskli
Orta ve düúük riskli
-
3
Çizelge 2.5: Orta ve yüksek riskli bir hastane alanında, 1 m ‘de olması gereken
maximum canlı sayısı ile ilgili belirtilen de÷erler
3
Transplantasyon odası < 10 cfu/ m
3
Ameliyathane ve yo÷un bakım odaları < 70 cfu/ m
3
Hasta servis odaları ve di÷er odalar 300-400 cfu/ m
Air Microbe Index’e göre , ameliyathaneler ve yo÷un bakım
ünitelerinde canlı mikroorganizma miktarı 1 m3 havada 70 cfu’dan az,
hasta servis odaları ve di÷er odalarda ise 300-400 cfu arasında
olması önerilmektedir (Cucchiara et al., 1994).
47
2.4.5 Ülkemizde uygulanan standartlar
Temiz odalarla
ilgili olarak ülkemizde “TS 11605 EN ISO
14644-1” nolu standart bulunmaktadır ve kayna÷ı “ISO 14 644-1” nolu
uluslar arası standarttır. Bu standart, temiz odalar ve temiz odalarla
birlikte kontrol edilen ortamların hava temizli÷inin, özellikle hava
kaynaklı
partikül
konsantrasyonuna
göre
sınıflandırılmasını
kapsamaktadır. Bu amaçla yararlandı÷ımız standartlardan bir di÷eri
de Türkiye’de ve Avrupa’da havalandırma sistemleri ile ilgili ana
referans olarak kabul edilen “Dın 1946/4” standardıdır ve bu
standartta, hastane klima ve havalandırma sistemlerinin tasarımı,
kullanılacak cihazların teknik özellikleri, cihazların montajı ve kullanımı
sırasında dikkat edilecek hususlar, test ve bakım konularında detaylı
bilgiler de verilmiútir.
T. C. Sa÷lık Bakanlı÷ı’nın “Yataklı Tedavi Kurumları ønfeksiyon
Kontrol Yönetmeli÷i”ne göre, ülkemizdeki bütün yataklı tedavi
kurumlarında infeksiyon komitesi oluúturulması zorunludur. øki yüzden
az yata÷ı olan yataklı tedavi kurumlarında da tam gün çalıúan bir
infeksiyon kontrol hemúiresi görevlendirilmesi kaydıyla, di÷er mevcut
üyelerin de bulundu÷u bir infeksiyon kontrol komitesi oluúturulmalıdır.
Bu yönetmeli÷e göre, infeksiyon kontrol komitesi, sürveyans ve kayıt,
antibiyotik
kullanımının
kontrolü,
dezenfeksiyon,
sterilizasyon,
antisepsi, sa÷lık çalıúanlarının meslek infeksiyonları ve hastane
temizli÷i, mutfak, çamaúırhane, atık yönetimi gibi destek hizmetlerinin
hastane infeksiyonları yönünden kontrolünden oluúan faaliyet alanına
sahiptir.
48
3. MATERYAL VE METOTLAR
3.1 Materyal
3.1.1 Hava örnekleri
Organizmalar, øzmir øli içindeki iki ayrı hastanenin farklı
noktalarından alınan hava örneklerinden izole edilmiútir. Örnekleme,
Aralık 2006 - Mart 2007 tarihleri arasında yapılmıútır. Çalıúma
esnasında, her hastanede, hasta odaları ve koridorların havasından
ayda 1 kez olmak üzere toplam 3 kez, ameliyathane salonları,
ameliyathane koridoru ve post-operatif odaların havasından ise
haftalık rutin olarak yapılan genel dezenfeksiyondan 1 gün önce ve 1
gün sonra olarak ayda 2 kez, yani toplam 6 kez hava örne÷i alınmıútır.
Yapılan tüm örneklemeler, sayısı ve kullanılan besiyerleri ile birlikte
Çizelge 3.1 ve 3.2’de gösterilmiútir.
Örnekleme için “MAS -100 Eco (Microbial Air Monitoring
Systems,
Merck)”
isimli
mikrobiyal
hava
örnekleme
cihazı
kullanılmıútır. ùekil 3.1’de resmi bulunan, ùekil 3.2’de de çalıúma
úeması verilen cihaz, üretici firmanın kullanım standartlarına uyularak
kullanılmıútır. Buna göre cihazın üstündeki porlu kapa÷ın altına 90
mm çaplı steril petrideki besiyeri yerleútirilmiú ve kapak kapatılarak
aspire edilecek hava miktarı hacim olarak (100 lt, 200 lt) ayarlanmıú
ve cihaz çalıútırılmıútır. Cihazın aspirasyon oranı yaklaúık
100
lt/dk’dır. Temiz odaların hava örneklemesi için düzenlenen uluslar
arası standart, agar yüzeyinde stres etkisi ve dehidrasyon oluúturma
riskinden dolayı, hava örnekleyici cihazlardaki örnekleme zamanı için
49
10 dk veya daha az, hava akım oranı için 100lt/dk ve havanın çarpma
hızı için de 20m/sn olmasını önermektedir (ISO14698-1,2003).
ùekil 3.1
: MAS-100 Eco, Merck
Mikrobiyal Hava Örnekleme Cihazı
ùekil 3.2
: Hava örnekleme
cihazının çalıúma úeması
Besiyerleri, her örnekleme döneminde taze olarak hazırlanıp
kullanılmıú ve örnekleme alanına aseptik úartlar korunarak taúınmıútır.
Örneklemeden sonra da 1.30-2.00 saat içinde örnekler laboratuara
ulaútırılmıútır.
Örneklemede altı farklı besiyeri kullanılmıútır;
Hastane havasındaki toplam canlı mikroorganizma miktarını
tespit etmek için: Plate Count Agar (PCA),
Staphylococcus aureus ve di÷er stafilokok türlerini tespit etmek
için: Baird-Parker Agar ve Staphylococcus-Streptococcus Selective
Medium (CNA Agar),
50
Enterokokların izolasyonunda Kanamycin Esculine Azide Agar
(KEAA),
Pseudomonas aeruginosa’nın tespitinde de Pseudomonas
Agar P ve Cetrimide Agar kullanılmıútır.
Örnekler, hasta odası tek yataklı ise hasta yata÷ının 0.75 -1.00
m uza÷ından, iki veya daha fazla yataklı ise odanın merkezinden
alınmıútır . Ameliyathane salonlarında ameliyat masasının 0.75-1.00
m uza÷ından, servis ve ameliyathane koridorlarının da geçiú alanının
ortalarından alınmıútır. Örnekler alınırken, yerden yükseklik 1.30-1.50
m olarak ayarlanmıútır. Hasta odaları ve servis koridorları gibi 2. sınıf
ortamlardan örnekleme yapılırken, örnekleme cihazının aspirasyon
miktarı 100 lt olarak ayarlanmıú; ameliyathane salonları, ameliyathane
koridorları ve post-operatif odalar gibi 1. sınıf bölgelerde ise, daha az
mikroorganizma
konsantrasyonlarına dahi ulaúabilmek için,
her
petriye 200 lt hava aspire edilmiútir.
Aspire edilen havadaki koloni miktarının hesaplanması
1 m3 = 1000 lt oldu÷u için;
Petride sayılan koloni miktarı (cfu) x 1000 (lt)
= cfu/ m3
Aspire edilen hava (lt)
Bu úekilde, litre cinsinden aspire edilen havadaki koloni
oluúturabilecek canlı mikroorganizma sayısının, m3’deki karúılı÷ı
hesaplanmıú olur.
51
Çizelge 3.1
: 1 Nolu Hastanede Örnek Alınan Noktalar ve Besiyerlerine Alınan
Örnek Sayıları
ÖRNEK ALINAN NOKTA SAYISI
Örnek
alınan
besiyeri
1.
Ay
Örn
2.
Ay
Örn
3.
Ay
Örn
Hasta
Odası
N=5
Servis
Koridoru
N=1
Prematüre
Odası
N=1
Ameliyatha
ne
Salonu N=3
D.Ö D.S.
3
3
3
3
3
3
3
3
-
Ameliyathane
Koridoru
N=1
D.Ö.
D.S.
1
1
1
1
1
1
1
1
-
Post - op
Odası
N=1
D.Ö D.S
1
1
1
1
1
1
1
1
-
PCA
KEAA
BPA
CA
PAp
CNA
5
5
5
5
-
1
1
1
1
-
1
1
1
1
-
PCA
KEAA
BPA
CA
PAp
CNA
5
5
5
5
-
1
1
1
1
-
1
1
1
1
-
3
3
3
3
-
3
3
3
3
-
1
1
1
1
-
1
1
1
1
-
1
1
1
1
-
1
1
1
1
-
PCA
KEAA
BPA
CA
PAp
CNA
5
5
5
5
5
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1 nolu hastanenin hasta odaları (n=5), servis koridoru (n=1) ve
prematüre odasından (n=1) ayda 1 kez olmak üzere toplam 3 kez,
ameliyathane salonları (n=3), ameliyathane koridoru (n=1) ve postoperatif odadan (n=1) dezenfeksiyondan önce 1 ve dezenfeksiyondan
sonra da 1 olmak üzere ayda 2, toplam da 6 kez örnek alınmıútır.
Örneklemelerde 1. ve 2. ay PCA, KEAA, BPA ve CA içeren petriler
kullanılmıú, her noktada bu 4 ayrı besiyerine hava örne÷i alınmıútır. 3.
ay örneklemesinde de aynı besiyerleri kullanılmıú yalnız bu kez CA
yerine PAp ve ilave olarak da CNA besiyerleri kullanılmıútır.
52
Çizelge 3.2: 2 nolu Hastanede Örnek Alınan Noktalar ve Besiyerlerine Alınan
Örnek Sayıları
ÖRNEK ALINAN NOKTA SAYISI
Örnek
alınan
besiyeri
1.
Ay
Örn
2.
Ay
Örn
3.
Ay
Örn
Hasta
Odası
N=5
Servis
Koridor
N=1
Ameliyathane
Salonu N=3
Ameliyathane
Koridoru N=1
D.S.
3
3
3
3
-
D.Ö.
1
1
1
1
-
D.S.
1
1
1
1
-
Post - op
Odası
N=1
D.Ö D.S
1
1
1
1
1
1
1
1
-
PCA
KEAA
BPA
CA
PAp
CNA
5
5
5
5
-
1
1
1
1
-
D.Ö.
3
3
3
3
-
PCA
KEAA
BPA
CA
PAp
CNA
5
5
5
5
-
1
1
1
1
-
3
3
3
3
-
3
3
3
3
-
1
1
1
1
-
1
1
1
1
-
1
1
1
1
-
1
1
1
1
-
PCA
KEAA
BPA
CA
PAp
CNA
5
5
5
5
5
1
1
1
1
1
3
3
3
3
3
3
3
3
3
3
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
2
nolu
hastanenin
de
hasta
odaları
(n=5)
ve
servis
koridorundan (n=1) ayda 1 kez olmak üzere toplam 3 kez,
ameliyathane salonları (n=3), ameliyathane koridoru (n=1) ve postoperatif odadan (n=1) dezenfeksiyondan önce 1 ve dezenfeksiyondan
sonra da 1 olmak üzere ayda 2, toplam
6 kez örnek alınmıútır.
Örneklemelerde 1. ve 2. ay PCA, KEAA, BPA ve CA içeren petriler, 3.
ay örneklemede ise CA yerine PAp ve ilaveten CNA kullanılmıútır.
53
3.1.2 Bakterilerin ødentifikasyonunda kullanılan kontrol suúlar
•
Staphylococcus aureus ATCC 6538 p
•
Staphylococcus epidermidis ATCC 12228
•
Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853
•
Enterococcus faecalis ATCC 29212
•
Escherichia coli ATCC 29998
•
Micrococcus luteus ATCC 9341
3.1.3 øzolasyon ve identifikasyonda kullanılan besiyerleri
Besiyeri 1: Bacto Plate Count Agar (PCA)
Bacto tryptone
5.0 gr
Bacto yeast extract
2.5 gr
Bacto dextrose (glucose)
1.0 gr
Bacto agar
15.0 gr
Besiyeri içeri÷i yukarıdaki úekilde olan Difco markalı “0479-17”
nolu “Bacto Plate Count Agar” isimli hazır dehidre toz besiyeri
kullanılmıútır. Besiyeri, distile suda çözülmüú ve otoklavda 121˚ C’de
15 dk. steril edilmiútir. Hazırlanan ortam, hava örneklerinin toplam
canlı sayımında kullanılmıútır (Atlas, 2004)
Besiyeri 2: Baird-Parker Medium (BPA)
Trypton
10.0 gr
Beef extract
7.5 gr
Yeast extract
1.0 gr
Sodium pyruvate
10.0 gr
54
Glycine
12.0 gr
Lithium chloride
5.0 gr
Agar No:2
20.0 gr
Distile su
950 ml
pH:6.8
*Egg-yolk tellurit emülsiyonu
50 ml
“LAM M marka, kat. no: LAB 85, Baird Parker Medium” hazır
dehidre besiyeri içeri÷i distile suda çözüldükten sonra 121˚ C’de 15
dk. steril edilmiútir. “Merck” marka steril “egg-yolk tellurit emülsiyonu”,
ortam 45-50˚ C’ye so÷utulduktan sonra 50 ml/lt olacak úekilde ve
aseptik
koúullarda
Staphylococcus
ortama
ilave
edilmiútir.
Hazırlanan
ortam
aureus ve koagulaz negatif stafilokok türlerinin
izolasyonunda kullanılmıútır (Atlas,2004).
Besiyeri 3: Kanamycin Esculin Azide Agar (KEAA)
Peptone from casein
20.0 gr
Yeast extract
5.0 gr
Sodium chloride
5.0 gr
Sodium citrate
1.0 gr
Sodium azide
0.15 gr
Kanamycine sulfate
0.02 gr
Esculin
1.0 gr
Ammonium iron (III) citrate
0.5 gr
Agar-agar
15.0 gr
Distile su
1000 ml
55
“1.05222 no’lu, Merck marka, Kanamycin Esculin Azide Agar”
hazır dehidre besiyeri kullanılmıútır. Besiyeri içeri÷i distile suda
çözülmüú ve otoklavda 121˚ C’de 15 dk. steril edilmiú ve steril petrilere
dökülmüútür. Hazırlanan ortam Enterococcus türlerinin izolasyonunda
kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 4: Bacto Cetrimide Agar
Bacto peptone
20.0 gr
Magnesium chloride
Potassium sulfate
1.4 gr
10.0 gr
Cetrimide
0.3 gr
(cetyltrimethylammoniumbromide)
Bacto agar
13.6 gr
Distile su
1000 ml
“Difco marka 0854-17-8 kat nolu Bacto Cetrimide Agar” isimli
hazır toz besiyeri içeri÷i distile suda çözüldükten sonra 10 ml/lt gliserol
ilave edilmiú ve 121˚ C’de 15 dk. otoklavda
steril edilmiútir.
Pseudomonas aeruginosa’nın izolasyonu için kullanılmıútır (Atlas,
2004).
Besiyeri 5 : Bacto Pseudomonas Agar P
Bacto Peptone
Magnesium Chloride
20.0 g
1.4 g
Potassium Sulfate
10.0 g
Bacto Agar
15.0 g
Distile su
1000 ml
pH:7
56
“Difco” marka “Bacto Pseudomonas Agar P” isimli hazır dehidre
besiyeri kullanılmıútır. Yukarıdaki içeri÷e sahip besiyeri 10 gr/lt
glycerol içeren distile suda çözüldükten sonra otoklavda steril
edilmiútir. Hazırlanan besiyeri hastane havasından Pseudomonas
aeruginosa’nın izolasyonu için kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 6: Columbia Blood Agar Base
Special pepton
23.0 gr
Agar
10.0 gr
NaCl
5.0 gr
Starch
1.0 gr
Distile su
1000 ml
Oxoid marka, CM 331 katalog no’lu hazır dehidre besiyeri
kullanılmıútır. Besiyeri distile suda çözülerek otoklavda 121˚ C’de 15
dk. steril edilmiútir. Columbia Blood Agar Base, Besiyeri 6’da belirtilen
“Staphylococcus/Streptococcus
ortamının
bileúeni
olarak
Selective
havadaki
Medium
(CNA
organizmaların
Agar)”
hemolizin
özelliklerine göre ayırt edilebilmesi amacıyla stafilokokların hava
örneklerinden izolasyonunda kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 7: Staphylococcus/Streptococcus Selective
Medium (CNA Agar)
Columbia blood agar base
1000 ml
Horse blood, defibrinated
50 ml
Antibiotic inhibitor
10 ml
ƔpH 7.3
57
*Antibiotic inhibitor
Nalidixic acid
0.015 gr
Colistin sulfate
0.01 gr
Ethanol(%95)
10 ml
Besiyeri 6’da anlatıldı÷ı úekilde hazırlanan Columbia Blood
Agar Base ortamı otoklavda steril edilip 45-50˚ C’ye so÷utulduktan
sonra, aseptik koúullarda, içerisine % 5 oranında defibrine kan ve
etanolde çözülerek filtre ile steril edilmiú antibiyotik inhibitör ilave
edilmiútir. Çalkalanarak seri bir úekilde steril petrilere paylaútırılan
CNA Agar ortamı, antibiyotik inhibitörü sayesinde Staphylococcus ve
Streptococcus türlerinin büyümesini teúvik ederken di÷er gr(-)
bakterileri inhibe eden ve hemoliz özelli÷ine dayalı ayırt edicili÷i de
olan bir ortamdır. Staphylococcus aureus ve di÷er Staphylococcus
türlerinin hava örneklerinden izolasyonunda kullanılmıútır (Atlas,
2004).
Besiyeri 8: Furazolidone (FTO) Agar
Peptone
10 gr
Yeast extract
5 gr
Sodium chloride
5 gr
Glucose
1 gr
Agar (Difco)
12 gr
Distile su
1000 ml
pH:7.0
Ortam bileúenleri karıútırılıp otoklavda 121˚C’de 15 dk steril
edildikten sonra 48˚C’ye so÷utulmuútur.
Daha sonra furazolidonun
58
%0.02’lik hazırlanmıú aseton solüsyonunun 100 ml’si yavaú bir úekilde
bazal ortama karıútırılmıútır. Ortamı petrilere paylaútırmadan önce,
içerisindeki asetonun buharlaúması için ortam úiúesi kapa÷ı biraz
gevúetilerek 3-5 dk bir su banyosunda bekletilmiútir. Hazırlanan ortam
micrococcus
türleri
için
büyümeyi
destekleyici,
buna
karúın
Staphylococcus türlerinin büyümesini baskılayan bir ortam oldu÷u için
organizmaların Staphylococcus-Micrococcus ayrımında kullanılmıútır
(Sneath et al, 1986).
Besiyeri 7: P Agar
Bacto peptone
10 gr
Bacto yeast extract
5 gr
Sodium chloride
5 gr
Glucose
1 gr
Bacto agar
15 gr
Distile su
1000 ml
Ortam bileúenleri karıútırılıp 121˚ C’de 15 dk. otoklavda steril
edilmiútir ve petrilere dökülmüútür. Besiyeri organizmaların koloni
çapını belirlemek için kullanılmıútır (Sneath et al, 1986).
Besiyeri 8: Oksidasyon-Fermentasyon Ortamı
(Hugh and Leifson O/F Medium)
Peptone (digest of casein) 2.0 gr
NaCl
5.0 gr
K2HPO4
0.3 gr
Bromothymol blue
0.03 gr
Agar
3.0 gr
59
Distile su
1000 ml
pH: 7.2
Ortam bileúenleri karıútırılıp kaynatılarak çözülmüútür. pH
7.2’ye ayarlandıktan sonra her tüpte 3-4 ml olacak úekilde küçük
tüplere paylaútırılmıútır. Her organizma ve kontrol organizmalar için
2’úer tüp hazırlanmıútır. Tüplere paylaútırılan besiyeri 121˚ C’de 15 dk.
otoklavda
steril edilmiútir. Glukoz hariç di÷er karbonhidratların ço÷u,
yüksek ısıdan dolayı bozulmaya u÷radı÷ı için filtre ile steril edilip,
ortam 45-50 ˚ C’ ye so÷utulduktan sonra % 10 oranında, her tüpteki
son konsantrasyonu % 1 olacak úekilde ortama ilave edilmektedir.
Ancak glukoz 121 ˚ C otoklav ısısına dayanıklı oldu÷u için besiyeri
bileúenleriyle birlikte, %10 oranında ortama ilave edilip otoklavda steril
edilmiútir. Bu besiyeri yarı katıdır ve organizmaların glukozu
fermentasyon yoluyla mı yoksa oksidasyon yoluyla mı kullandı÷ının
tespit edilmesinde kullanılmıútır (Atlas, 2004) .
Besiyeri 9: Üre Agar
Pepton
1.0 gr
NaCl
5.0 gr
Glukoz
1.0 gr
KH2PO4
2.0 gr
Fenol Red
6.0 ml
(%0.2’lik solüsyondan)
Agar
20.0 gr
Distile su
1000 ml
*üre solüsyonu (%20’lik)
pH: 6.9
60
Ortam bileúenleri karıútırılıp pH’ı 6.9’a ayarlandıktan sonra
121˚ C’de 15 dk steril edilmiútir. Hazırlanan ortam 55˚ C’ye kadar
so÷utulduktan sonra önceden filtre ile steril edilmiú ürenin % 20’lik
solüsyonundan ortamdaki son konsantrasyonu % 2 olacak úekilde
aseptik koúullarda ortama ilave edilmiú ve besiyeri hızlı bir úekilde
steril petrilere paylaútırılmıútır. Bu besiyeri organizmaların üreaz
aktivitesini belirlemek amacıyla kullanılmıútır (Gerhardt et al., 1994).
Besiyeri 10: Arginine Dihydrolase Broth (Thornley Ortamı)
Peptone
1.0 gr
NaCl
5.0 gr
K2HPO4
0.3 gr
Agar
3.0 gr
Fenol Red
0.01 gr
L-Arginine HCl
10.0 gr
Distile su
1000 ml
pH:7.2
Ortam bileúenleri birlikte kaynatılıp çözüldükten sonra pH’ı 6.9’a
ayarlanmıútır ve her tüpe 3-4 ml olacak úekilde küçük tüplere
paylaútırılıp
otoklavda 121˚ C’de 15 dk steril edilmiútir. Thornley
ortamı olarak da bilinen bu ortam organizmaların arginini karbon
kayna÷ı
olarak
kullanıp
kullanmadı÷ını
kullanılmıútır (Gerhardt et al.,1994).
saptamak
amacıyla
61
Besiyeri 11: DNase Test Agar
Tryptose
20.0 gr
NaCl
5.0 gr
Deoxyribonucleic acid (DNA)
2.0 gr
Agar-agar
15.0 gr
Distile su
1000 ml
pH: 7.3
“Merck marka, Cat.No: 1.10449.0500” olan hazır dehidre
DNase test agar içeri÷i distile suda çözülerek 121˚ C’de 15 dk steril
edilmiútir ve petrilere paylaútırılmıútır. Ortam, organizmalarda DNase
varlı÷ını saptamak amacıyla kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 12: Bacto Mannitol Salt Agar
Bacto Proteose Peptone No:3
10.0 gr
Bacto Beef Extract
1.0 gr
Bacto D-Mannitol
10.0 gr
Sodium Chloride
75.0 gr
Bacto Agar
15.0 gr
Bacto Phenol Red
0.025 gr
Distile su
1000 ml
Difco
marka
0306-17-2
no’lu
hazır
dehidre
besiyeri
kullanılmıútır. Bileúenleri yukarıdaki gibi olan toz besiyeri distile suda
çözülerek 121˚ C’de 15 dk otoklavda steril edilmiú ve aseptik
koúullarda petrilere dökülmüútür. Staphylococcus türlerinin % 7.5 tuz
konsantrasyonunda büyüme ve mannitolü karbon kayna÷ı olarak
kullanma kapasitesini ölçmek amacıyla kullanılmıútır (Atlas, 2004).
62
Besiyeri 13: Bacto Blood Agar Base
Beef Heart, infusion from 500 gr
Bacto Tryptose
10 gr
Sodium chloride
5.0 gr
Bacto Agar
15.0 gr
Distile su
1000 ml
Distile su ile çözülen “Difco” marka, “0045-17-8” no’lu hazır
besiyeri otoklavda steril edildikten sonra 45-50˚ C’ye so÷utulmuútur
ve aseptik koúullarda % 5 oranında insan kanı bu ortama ilave
edilerek petrilere paylaútırılmıútır. Elde edilen besiyeri organizmaların
kandaki hemoliz özelliklerini belirlemek amacıyla kullanılmıútır (Atlas,
2004).
Besiyeri 14: Karbonhidrat Fermentasyon Ortamı
“Merck” marka “10987” no’lu hazır Phenol Red Broth Base
ortamı distile su ile çözüldükten sonra fermentasyon tüplerine 4-5 ml
olacak úekilde paylaútırılmıútır. Filtre ile steril edilmiú karbonhidrat
solüsyonundan ortam içerisindeki son konsantrasyonu % 1 olacak
úekilde her tüpe steril pipetler yardımıyla paylaútırılmıútır. Hazırlanan
sıvı ortam, organizmaların test edilen karbonhidratları fermente edip
etmediklerini tespit etmek için kullanılmıútır (Gerhardt et al, 1994).
Besiyeri 15: Bacto Nutrient Agar
Bacto Beef Extract
3 gr
Bacto Peptone
5 gr
Bacto agar
15 gr
Distile Su
1000 ml
63
“Difco” marka “0001-17-0” no’lu “Bacto Nutrient Agar” hazır
besiyeri kullanılmıútır. Ortam bileúenleri distile suda çözülerek
otoklavda steril edilmiútir ve petrilere paylaútırılmıútır. Organizmaların
sıcaklık de÷iúimlerindeki büyümelerini gözlemek için büyüme ortamı
olarak, stafilokok izolatlarında koloni pigmentini gözlemek için ve yatık
nutrient agar hazırlamak için kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 16: Yatık Nutrient Agar
Bacto
Nutrient Agar hazır besiyeri suda çözülerek 5-6 ml
olacak úekilde tüplere paylaútırılarak otoklavda 121˚ C’de 15 dk steril
edilmiútir. Otoklavdan çıkan ortam tüpleri e÷ik bir úekilde so÷utularak
katılaúması
sa÷lanmıú
aktarılmasında
ve
ve
organizmaların
identifikasyon
testlerinde
stok
kültürlerinin
kullanılacak
taze
kültürlerin hazırlanmasında kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 17: Nutrient Broth
Pepton from meat
5.0 gr
Meat extract
3.0 gr
“Merck”
marka
“1.05443”
no’lu
hazır
dehidre
besiyeri
kullanılarak hazırlanmıútır. Besiyeri distile su ile çözüldükten sonra
tüplere paylaútırılmıú ve otoklavda steril edilmiútir. Sıvı bir ortamdır ve
özellikle taze sıvı kültür hazırlanmasında ve bazı identifikasyon
testlerinde kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 18: NaCl Agar
Nutrient Agar bileúenleri, istenilen oranda NaCl ilavesi (%10 %15) yapılarak çözülmüú, otoklavda steril edilmiú ve petrilere
64
dökülmüútür. Ortam, organizmaların tuz toleranslarını tespit etmek için
kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 19: Triptic Soy Agar
Casein peptone
17.0 gr
Soy peptone
3.0 gr
Sodium chlorid
5.0 gr
Dipotassium phosphate
2.5 gr
Dextrose
2.5 gr
Yukarıdaki bileúenlere sahip “Criterion” marka “C7141” katalog
nolu “Triptic Soy Broth” hazır dehidre besiyerine % 1.5 gr oranında
agar eklenerek distile suda çözülmüú ve elde edilen Triptic Soy Agar
ortamı tüplere paylaútırılmıútır. Otoklavda 121˚ C’de 15 dk
steril
edildikten sonra e÷ik bir úekilde so÷utularak yatık TSA hazırlanmıútır.
Hazırlanan yatık TSA ortamı hava örneklerinden izole edilen
enterokok izolatlarının stok ortamı olarak ve identifikasyon testlerinde
de taze kültür hazırlamak için kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 20: Thioglycollate Medium
Beef extract
1.0 gr
Yeast extract
2.0 gr
Balanced peptone No:1
5.0 gr
Dextrose
5.0 gr
Sodium chloride
5.0 gr
Sodium thioglycollate
1.1 gr
Methylene blue
0.002 gr
Agar No:1
1.0 gr
65
Distile su
1000 ml
pH:7.1
“LAB M” markalı “LAB 64” no’lu hazır toz besiyeri distile su ile
çözülmüú ve uzun tüplere 15’er
ml olarak paylaútırılmıútır.
Otoklavlanarak steril edilmiú ortam derin olması ve içeri÷indeki
tiyoglikolatın ortamdaki serbest oksijeni ba÷lama kapasitesinden
dolayı da anaerobik bir ortamdır. Organizmaların anaerobik ortamda
büyüme kapasitelerini ölçmek için kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 21: Brain Heart Infusion Agar
Calf Brains, Infusion from 200 g
7.7 gr
Beef Heart, Infusion from 250 g
9.8 gr
Proteose Peptone
10.0 gr
Dextrose
2.0 gr
Sodium Chloride
5.0 gr
Disodium Phosphate
2.5 gr
Ticari olarak temin edilen Difco markalı “Brain Heart Infusion
Broth” dehidre besiyerine % 1.5 oranında agar ilavesiyle elde edilmiú
ve distile suda çözülüp steril edildikten sonra identifikasyon testlerinde
ve
enterokoklardaki
sarı
pigmentasyonu
kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 22: Nitrat Broth
Nutrient Broth
KNO veya NaNO
3
Distile su
13,0 gr
3
5,0 gr
1000 ml
saptamak
amacıyla
66
Hazır nutrient broth besiyerine % 1 oranında potasyum nitrat
ilavesiyle hazırlanmıútır ve tüplere paylaútırılıp steril edildikten sonra
organizmaların nitrat redüksiyon testinde kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Besiyeri 23: Muller Hinton Agar
Beef infusion solids
4.0 g
Starch
1.5
Casein hydrolysate
17.5
Agar
15.0
pH 7.4 +/- 0.2
Yukarıdaki içeri÷e sahip “70191, Sigma” marka hazır besiyeri
kullanılmıútır. Mikroorganizmaların antibiyotik duyarlılıklarını ölçmek
için test ortamı olarak kullanılmıútır (Atlas, 2004).
3.1.4. Kullanılan çözelti ve boyalar
Çözelti 1:Gram’ın Kristal Violet Boyası
Kristal Violet
2 gr
Etil Alkol (%95’lik)
20 ml
Amonyom oksalat
0.8 gr
Distile su
80 ml
20 ml etil alkolde 2 gr Kristal violet çözülmüútür. 80 ml distile
suda da 0.8 gr amonyum oksalat çözüldükten sonra bu çözeltiye
alkolde çözülmüú olan kristal violet ilave edilerek karıútırılmıútır.
Hazırlanan bu boya çözeltisi, gram boyama iúleminde kullanılmıútır
(Atlas, 2004).
67
Çözelti 2: Gram’ın Safranin Boyası
Safranin
0.25 gr
Etanol
10 ml
Distile su
1000 ml
Safranin etanolde çözüldükten sonra distile su ilave edilerek
iyice karıútırılmıútır. Daha sonra filtre ka÷ıdından süzülerek gram
boyama iúlemlerinde kullanılmıútır (Atlas, 2004).
Çözelti 3: Gram øyodür Çözeltisi
øyot
1.0 gr
Potasyum iyodür
2.0 gr
Distile su
300 ml
øyot ve potasyum iyodür, havanda toz haline getirildikten sonra
distile su yavaú yavaú ilave edilerek iyice karıútırılmıútır. Elde edilen
bu çözelti gram boyama iúlemlerinde kullanılmıútır (Tamer vd., 1989)
Çözelti 4: % 95’lik Etanol
Saf Etil alkol
Distile su
95 ml
5 ml
Belirtilen miktarda distile su ile karıútırılarak hazırlanan % 95’lik
etanol çözeltisi organizmaların gram boyamalarında kullanılmıútır
(Tamer vd., 1989).
Çözelti 5: % 3’lük Hidrojen Peroksit (H2O2)
Ticari olarak temin edilen (oksijenli su adıyla bilinir) bu çözelti,
organizmaların katalaz aktivitelerini belirlemek amacıyla kullanılmıútır.
68
Çözelti 6: Tetrametil parafenilen diamin dihidroklorid
Tetra-metil para- fenilen diamin hidroklorür
1 gr
Distile su
100 ml
Distile suda çözülerek hazırlanan % 1‘lik çözelti, izolatların
oksidaz testinde ayıraç olarak kullanılmıútır (Gerhardt et al., 1994)
Çözelti 7: Egg-yolk Tellurit Emülsiyonu
Sterile egg-yolk
200 ml
NaCl
4.25 gr
Potassium tellurite
2.1 g
Distile su
son hacmi 1000 ml’ ye
tamamlayacak kadar
“Merck” markalı “Cat. No. 1.03785.0001” olan ticari olarak temin
edilen ürün, Besiyeri 1’de adı geçen Baird Parker Medium’un katkısı
olarak kullanılmıútır. Baird Parker bazal ortamına 950 ml’ye 50 ml
olacak úekilde ilave edilmiútir (Atlas, 2004).
Çözelti 8: 1 N HCl Çözeltisi
% 37’lik HCl’den 8,4 ml alınarak distile suyla 100 ml’ye
tamamlanarak hazırlanır. Hazırlanan çözelti, DNase agarda üreyen
kolonilerin üzerine dökülerek, mikroorganizmaların DNase
aktivitesinin tespitinde kullanılmıútır (Tamer vd,1989).
Çözelti 9: Üre Solüsyonu
Üre
4gr
Distile su
10ml
Üre distile suda iyice çözüldükten sonra, elde edilen % 40’lık
üre solüsyonu filtre ile steril edilmiútir. Daha sonra 95 ml steril Üre
69
Agar bazal ortamına steril edilmiú 5ml üre solüsyonu ilave edilmiútir.
Üre solüsyonu, organizmaların üreaz varlı÷ını tespit etmek için
kullanılmıútır (Gerhardt et al., 1994).
Çözelti 10: Glisin-NaOH Tampon Çözeltisi
0.01 M Glisin
15.01 gr glisin/1 lt distile su
2 M NaOH
15.01 gr glisin 100 ml distile suda çözülmüútür ve 2 molar NaOH
ile pH’sı 10.5’a ayarlanmıútır ve distile su ile 1 L’ye tamamlanmıútır.
Hazırlanan çözelti 0-8 °C’de 1 ay saklanabilecek özelliktedir (Altıntaú,
2006)
Hazırlanan tampon çözeltinin 100 ml’sine 0.01 M pNPP (0.307
gr) ilave edilerek “alkalen fosfataz” testinde kullanılmıútır (Gerhardt et
al.,1994)
Çözelti 11: Tavúan Plazması
Uygun kalitedeki, ticari dehidre tavúan plazması kullanılır.
ømalatçı firma talimatlarına göre dehidre edilir. Dehidre plazmaya %
0,1 oranında EDTA (etilendiamin tetra asetik asit) çözeltisi ilave edilir.
Oksalatlı veya heparinli plazmaya EDTA ilave edilmez Dehidre tavúan
plazması bulunamadı÷ında, taze steril tavúan plazması 1+3 oranında
steril su ile seyreltilir (TS 6582, 1989).
Koagülaz testinin gerçekleútirilmesi iin tavúan plazması yerine
insan plazması da kullanılabilece÷i belirtilmiútir ( Tamer vd, 1989).
Bu çalıúmada da koagülaz varlı÷ını tespit etmek için, tavúan
plazması yerine EDTA ’lı insan plazması kullanılmıútır.
70
Çözelti 12: Mineral ya÷
Ticari
olarak
temin
edilen
mineral
ya÷,
oksidasyon-
fermentasyon testinde, arginin dihidrolaz testinde ve Api 20 Strep ile
Api Staph hazır identifikasyon panellerini uygularken, organizmaların
hava ile temasını kesmek amacıyla kullanılmıútır (Sneath et al, 1986)
Çözelti 13: Sülfanilik asit çözeltisi
Sülfanilik asit
8 gr
Asetik asit (5N)
1000 ml
(veya Glasiyel asetik asit 294 ml)
Distile su
706 ml
Glasiyel asetik asit veya 5N’lık asetik asit, distile suya ilave
edilerek
karıútırılmıú
ve
sülfanilik
asit
ilave
edilerek
iyice
çalkalanmıútır. Nitrat redüksiyon testinde ayıraç olarak kullanılmıútır
(Gerhardt et al., 1994).
Çözelti 14: Į-Naftol Çözeltisi
Į-Naftol
5 gr
Etanol (%95’lik)
100 ml
Belirtilen miktarda Į-Naftol etanolde çözülerek hazırlanmıútır ve
yine nitrat redüksiyon testinde kullanılmıúitır (Gerhardt et al., 1994).
71
3.1.5 Kullanılan Test Stripleri ve ødentifikasyon Panelleri
•
ONPG Diskleri (49940, Fluka)
Ticari olarak temin edilmiú “Fluka marka 49940 nolu ONPG
diskleri” , organizmaların beta galaktosidaz aktivitesini ölçmek
amacıyla kullanılmıútır (Atlas, 2004).
•
Api Staph (20500, Biomerieux, France)
Biyokimyasal
ve
morfolojik
testlerle
genus
düzeyinde
identifikasyonu yapılan stafilokok türlerinin, hazır identifikasyon
panelleri ile de tür düzeyinde tanımlanması amacıyla kullanılmıútır.
•
Api Strep 20 (20600, Biomerieux, France)
Biyokimyasal
ve
morfolojik
testlerle
genus
düzeyinde
identifikasyonu yapılan enterokok türlerinin, hazır identifikasyon
panelleri ile de tür düzeyinde tanımlanması amacıyla kullanılmıútır.
•
Reaktifler
Api testlerinde reaktif olarak, aúa÷ıdaki malzemeler kullanılmıútır.
Vp1+Vp2 (2*2 AMP)
Nıt1+Nıt2 (2*2 AMP)
ZYM A (2*1 AMP)
ZYM B (2*1 AMP)
NIN (ninhydrin)
Suspensıon Medıum
70422
70442
70494
70493
70491
70700
Biomerieux
Biomerieux
Biomerieux
Biomerieux
Biomerieux
Biomerieux
72
3.1.6 Antibiyogram testlerinde kullanılan antibiyotikler
Furazolidone
Ampicillin 10 µg
Chloramphenicol 10 µg
Clindamisin 2 µg
Gentamisin 10µg
Novobiocin 5 µg
Trimetoprim Sulfametaxosol 25 µg
Oxacilline 1 µg
Vancomycin 30 µg
Amoxycillin/Clavulonic Asit 30 µg
Cefuroxime Sodium 5 µg
ømipenem 10 µg
Ciprofloksasin 5 µg
(F9505,
(CT 003 B,
(CT 012 B,
(CT 064 B,
(CT 024 B ,
(CT 037 B,
(CT 052 B,
(CT 159 B,
(CT 058 B,
(CT 223 B,
(CT 406 B,
(CT 455 B,
(CT 425 B,
Sigma)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
Oxoid)
3.2 Metotlar
3.2.1 Toplam canlı sayıları
Bölüm 3.1.1’de belirtildi÷i úekilde hava örne÷i alınan her PCA
petrisi, 37˚C’de 24 saat süre ile inkübasyona bırakılmıútır. ønkübasyon
sonunda, petrilerde büyüme gösteren koloniler sayılmıú ve her
noktaya ait aspire edilen hava miktarı ile birlikte not edilmiútir. Daha
sonra her noktadan alınan hava örne÷indeki
toplam canlı sayısı
cfu/m³ cinsinden hesaplanmıútır.
3.2.2 Bakterilerin izolasyonu
Baird-Parker Agar (BPA) , ISO, FDA, AOAC, IDF gibi uluslar
arası kuruluúlar tarafından S. aureus’un izolasyonu ve sayımı için
önerilen ve bu amaçla en yaygın kullanılan bir besiyeridir (Atlas,
73
2004). Bu sebeple, hava örneklerinden S. aureus ve KNS türlerinin
izolasyonu için kullanılmıútır.
Bölüm
3.1.2’de
Selective Medium”
(CNA)
olarak
belirtilen
“Staphylococcus-Streptococcus
aynı zamanda “Columbia Nalidiksik Asit Agar”
anılmaktadır.
CNA’
nın
antimikrobiyal maddelerden colistin, polymixin B
içeri÷inde
bulunan
ve nalidiksik asit,
ortamdaki gram negatif bakterileri inhibe ederken, gram pozitiflerin
büyümesine fırsat verir. Bu nedenle CNA gram pozitifler için seçici bir
ortamdır. Ayrıca ortam kan içerdi÷i için, organizmaların hemoliz
özelliklerine göre de ayırt edilmesine fırsat vermektedir (Atlas, 2004).
Bu özellikleri nedeniyle S. aureus’u hava örneklerinden izole etmek
için di÷er bir ortam olarak CNA tercih edilmiútir
Enterococcus türlerinin izolasyonu için, Kanamycin Esculine
Azide Agar (KEAA) ortamı kullanılmıútır. Ortamın içeri÷indeki azid ve
kanamycin, eúlik eden bakteriyel floranın ço÷unu inhibe ederken, D
Grubu streptokokların büyümesine fırsat veren seçici bir ortam
olmakla birlikte, içeri÷indeki eskulinin hidroliziyle koloninin etrafında
siyahlaúmaya neden oldu÷u için, aynı zamanda da enterokoklar için
ayırt edici bir ortamdır (Atlas, 2004).
Pseudomonas aeruginosa’nın izolasyonu için Cetrimide Agar
(CA) ve Pseudomonas Agar P (PAp) ortamları tercih edilmiútir.
Pseudomonas Agar P ortamı, içeri÷i nedeniyle pseudomonaslar
tarafından pyocyanin ve/veya pyorubin oluúumunu destekleyerek ayırt
edicilik sa÷layan bir ortamdır ve bu sebeple izolasyonda kullanılmıútır
(Atlas, 2004). PAp petrileri 35˚C’de inkübe edilmiú, 24 saat, 48saat,
72 saat ve 7. günün sonunda petriler kontrol edilmiú ve büyümeyle
birlikte P. aeruginosa’ya özgü pyocianin pigmentinin varlı÷ından dolayı
oluúabilecek mavi-yeúil renkli koloniler aranmıútır.
74
Cetrimide
Agar’ın
içeri÷indeki
“Cetyltrimethylammonium
bromide” eúlik eden bakteriyel floranın büyük ço÷unlu÷unu inhibe
ederken
P.
aeruginosa’nın
büyümesini
ve
pigment
etkilemeyen ayırt edici bir ortamdır (Atlas, 2004).
üretimini
Bu sebeple CA
ortamı da P. aeruginosa’nın izolasyonunda kullanılmıútır ve hava
örne÷i alınan CA petrileri aynı úekilde 48 saat süresince
35 ƕC’de
inkübe edilmiútir.
3.2.3 Bakterilerin identifikasyonunda kullanılan testler
Hava örneklerinden ayırt edici ve seçici besiyerindeki koloni
özelliklerine göre izole edilen
organizmaların
tür düzeyinde
tanılanması için “Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, Volume
2” ve “The Procaryotes”
kitaplarında
yer alan konvansiyonel
testlerden yararlanılmıútır.
Buna göre, organizmalar öncelikle gram reaksiyonlarına göre
ayrılmıú ve gram pozitif kok morfolojisinde olan izolatlar, katalaz
enzimi ve sitokromların varlı÷ına göre ayrılmıútır (Sneath et al., 1986).
Çizelge 3.3’de görüldü÷ü gibi fakültatif anaerobik gr (+) koklar katalaz
ve sitokromların varlı÷ına göre 2 grupta toplanmıútır:
1. grup: Katalaz enzimi veya sitokromlara yada her ikisine de sahip
olan;
Fam.
Micrococcacae
(Staphylococcus,
Micrococcus,
Planococcus), Fam. Deinococcacae , Genus Stomatococcus üyeleri
2.grup: Katalaz enzimi veya sitokromları bulunmayan veya sadece
çok zayıf bir katalaz aktivitesi gösteren di÷er tüm genuslar. Sadece
birkaç tür (Streptococcus faecalis, Streptococcus lactis, Gamella
haemolysans)
aerobik
sitokromlar sentezlenebilir.
olarak
“hemin”
varlı÷ında
büyütülürse
75
Çizelge 3.3 : Katalaz reaksiyonu ve sitokromların varlı÷ına göre fakültatif
anaerobik generanın ayrımı
KATALAZ REAKSøYONU
Staphylococcus Stomatococcus Streptococcus Leuconostoc Pediococcus Aerococcus Gamella
+
+(zayıf)
-
-
-
-
-
SøTOKROM VARLIöI
Staphylococcus Stomatococcus Streptococcus Leuconostoc Pediococcus Aerococcus Gamella
+
+
-
-
-
-
-
Muhtemel Staphylococcus izolatları, gram boyama ve katalaz
testine göre familya olarak ayırt edildikten sonra Çizelge 3.2’de
gösterilen genus düzeyinde ayırt edici testler yapılmıútır (Sneath et al.,
1986).
Çizelge 3.4 : Gram pozitif kokları genus düzeyinde ayırt edici özellikler
Karakteristikler
Micrococcus
Stomatococcus
Planococcus
Staphylococcus
Tetratlar
+
-
-
-
Kapsül
-
+
-
-
(M.agilis +)
-
+
-
+
-
-
-
-
+
-
+
-
ND
-
Hareketlilik testi
Furazolidon
Agar (FTO)’da
büyüme testi
Glukozun
anaerobik
fermentasyonu
Oksidaz testi
(M.kristinae+)
+
(S.sciuri ve S.
caseolyticus +)
76
3.2.3.1 Gram Boyama Reaksiyonu
Mikroorganizmaların
mikroskobik
olarak
daha
iyi
gözlenebilmesi ve özellikle de izolatların gram özelliklerinin tespitinde
kullanılmıútır. Mikroorganizmalar gram boyama yöntemine göre
boyandıktan sonra, gram reaksiyonları, morfolojileri ve boyutları
mikroskop altında, 100x16’lık büyütmede incelenmiútir (Gerhardt et al,
1994)
3.2.3.2 Katalaz Testi
Bu test mikroorganizmalarca sentezlenen “katalaz (hidrojen
peroksit oksido redüktaz)” enzimini saptamak amacıyla yapılmıútır.
Enzim hidrojen peroksidi ( H2O2) su (H2O) ve oksijene (O2) ayrıútırır.
Mikroorganizmaların taze yatık nutrient agar kültürleri üzerine
hidrojen peroksit solüsyonu dökülerek hava kabarcıklarının oluúup
oluúmadı÷ı kontrol edilmiútir (Akçelik,2000). Staphylococcus türleri
katalaz (+) sonuç verirken, Enterococcus türleri katalaz (-) sonuç
vermiútir (Gerhardt et al, 1994).
3.2.3.3 Furazolidon Agar (FTO)’da Büyüme
Staphylococcus türlerini, Micrococcus türlerinden ayırt etmek
için yapılmıú bir testtir. FTO ortamının içeri÷indeki “Furazolidon” isimli
antibiyoti÷e Micrococcus türleri direnç gösterirken, Staphylococcus
türleri, bu ortamda büyüyememektedir. Bölüm 3.1.2’de belirtildi÷i
úekilde petrilere hazırlanan ortama, muhtemel stafilokok izolatlarının
taze kültürlerinden çizgi ekim yapılmıú ve 37˚C’de 24 saat inkübe
edilmiútir (Sneath et al., 1986).
77
Yapılan bu testte, Micrococcus luteus ATCC 9341 suúu pozitif
kontrol olarak, Staphylococcus epidermidis ATCC 12228 suúu ise
negatif kontrol olarak kullanılmıútır. Sonuçlar kaydedilirken, FTO’da
büyüyen
suúlar
çalıúmadan
çıkarılmıú,
büyümesi
baskılanan
izolatların tanılanmasına devam edilmiútir.
3.2.3.4 Glukoz Fermentasyon Testi (O/F Testi)
Bu test, mikroorganizmaların glukozu ayrıútırırken metabolik yol
olarak oksidatif yolu mu yoksa fermentatif yolu mu izledi÷ini tespit
etmek amacıyla kullanılmaktadır. Özellikle identifikasyonda oldukça
önemli olan bu test,
fermentatif olan Staphylococcus türlerini,
oksidatif yolu kullanan Micrococcus üyelerinden ayırt etmek için
kullanılmıútır (Sneath et al., 1986). Bölüm 3.1.2 ’de anlatıldı÷ı úekilde
tüplere hazırlanıp steril edilen oksidasyon-fermentasyon ortamına taze
katı kültürden, iki seri halinde, i÷ne öze ile ekim yapılmıútır.
ønokülasyondan sonra birinci serinin üzeri 1 cm kalınlı÷ında steril
mineral ya÷ ile kapatılırken, di÷er seri açık bırakılmıútır. Kontrol olarak
1 açık 1 de mineral ya÷la kapalı tüp inokulasyonsuz bırakılmıútır.
Fermentatif mikroorganizma olarak E. coli ATCC 29998 ve S. aureus
ATCC 6538 P kullanılırken, oksidasyonun gözlenebilmesi için de P.
aeruginosa ATCC 27853 suúu kullanılmıútır. Ekim yapılan tüpler 37 ˚
C’ de 7 gün süresince inkübasyona bırakılmıútır. 24 saatte bir
kontrolleri yapılan tüplerde, öncelikle ekim hattı boyunca üremenin
olup olmadı÷ı ve her iki tüpteki renk de÷iúimlerine bakılmıútır
(Gerhardt et al, 1994). Sonuçlar de÷erlendirilirken;
78
•
Her iki tüpte de sarı renk gözlenmesi }
Fermentasyon
oldu÷unu,
•
Açık tüpte sarı renk, kapalı tüpte yeúil renk gözlenmesi }
Oksidasyon oldu÷unu,
•
Her iki tüpte de üreme olmasına karúın, renk de÷iúiminin
olmaması (ikisi de yeúil) } Glukozun mikroorganizma tarafından
kullanılmadı÷ını göstermiútir.
Bu testte amaç, Staphylococcus izolatlarını, Micrococcus
izolatlarından ayırt etmek oldu÷u için, sadece fermentatif yolla glukozu
kullanan mikroorganizmalar seçilerek identifikasyona devam edilmiútir.
3.2.3.5 Hareketlilik Testi
Hareketlilik
testi,
mikroorganizmaların
identifikasyonunda
kullanılan bir testtir. Hareket muayenesi yapılacak mikroorganizmanın
taze ve saf sıvı kültürü hazırlanır. Bu kültüre daldırılan steril i÷ne, 10
cc. yüksekli÷indeki berrak yarı katı ortama (% 0.4-0.5 agarlı) dibe
kadar daldırılır ve çıkarılır. Bundan sonra, besi yeri 48 saat 37 °C 'de
inkubasyona konur ve sonuç gözle de÷erlendirilir. E÷er, besi yerinin
yüzeyinde ve inokulasyon hattı boyunca üreme var, sa÷a veya sola
do÷ru bir dallanma ve yayılma yoksa, mikroorganizma hareketsizdir.
E÷er, inokulasyon hattından etrafa agarın içine do÷ru bir yayılma ve
dallanma gözlenirse mikroorganizma hareketli kabul edilir. Bu
çalıúmada bölüm 3.2.3.4’de anlatıldı÷ı úekilde, yapılan O/F testinde
kullanılan ortam, yarı-katı bir ortam oldu÷u için mikroorganizmaların
hareket muayenesinde de kullanılmıútır (Gerhardt et al, 1994). ø÷ne
öze ile ekim yapılan O/F tüplerindeki üreme çizgisi, 24 saat
inkübasyondan sonra, hareketlilik açısından incelenmiú ve sonuçlar
kaydedilmiútir.
79
3.2.3.6 Mannitol Salt Agar’da Büyüme
Stafilokok türleri % 7.5 NaCl konsantrasyonuna dirençli oldu÷u
için Mannitol Salt Agar “Staphylococcus ssp.” için seçici bir ortam
özelli÷indedir.
øçeri÷indeki
mannitolün
organizmalar
tarafından
fermente edilip edilmedi÷i, oluúan son ürünlerin ortam pH’ına etkisiyle
meydana gelen renk de÷iúimlerine göre saptanmaktadır.
Hazırlanan “Mannitol Salt Agar”a 24 saatlik taze katı kültürler
kullanılarak çizgi ekim yapılmıútır. 24 saat 37˚C’de inkübe edildikten
sonra
büyüme
ve
renk
de÷iúimlerine
bakılmıútır.
Mannitolün
fermentasyonu ve % 7.5 NaCl’de büyüme’de pozitif kontrol olarak S.
aureus ATCC 6538 P suúu kullanılmıútır. Sonuçlar de÷erlendirilirken;
24 saat inkübasyondan sonra büyüme gerçekleúmiú ise;
% 7.5 NaCl konsantrasyonunda büyüme
(+) sonuç olarak,
büyüme yok ise (-) sonuç olarak not edilmiútir.
Mannitolün aerobik fermentasyonunda :
Koloninin etrafında sarı renk oluúumu (+) sonuç olarak, pembekırmızı renk oluúumu ise (-) sonuç olarak kaydedilmiútir (Gerhardt et
al, 1994).
3.2.3.7 Koagulaz Testi
Bu test, özellikle stafilokoklarda bulunan ve kan plazmasını
pıhtılaútıran “koagulaz” enzimini ortaya koymak için yapılmaktadır.
Patojenik olan S. aureus koagulaz testinde (+) sonuç verirken, S.
intermedius ve S. hyicus hariç di÷er tüm stafilokoklar koagulaz (-)
sonuç vermektedir. Fakat koagulazın patojenite ile iliúkisi tam olarak
aydınlatılamamıútır (Sneath et al., 1986).
80
Pıhtılaúmanın normal mekanizması kısaca ùekil 3.3’ de
gösterildi÷i gibidir.
protrombin
Ca++ Ļ ĺ trombokinaz (tromboplastin)
trombin
Ļ
fibrinojen ĺ fibrin (pıhtı-trombus)
ùekil 3.3 Pıhtılaúma mekanizması
Staphylococcus aureus türleri iki formda koagulaz üretir; birinci
formdaki koagulaz, S. aureus’un hücre duvarında bulunur. Buna “ba÷lı
koagulaz” (veya clumping factor) adı verilir. “Lam testi” ile tespit edilir.
Çünkü broth kültür filtratlarında bulunmaz. Ba÷lı koagulazın aksine,
ekstrasellüler koagulaz, koagulaz reakting faktör (CRF) ile reaksiyon
verir. Koagulaz-CRF kompleksi ortaya çıkar. Bu kompleks trombin
úeklinde etki gösteren bir faktör oluúmasını sa÷lar (Stafilotrombin).
Stafilotrombin fibrinojenden insolubl fibrin pıhtısı meydana gelmesini
katalize eder. Koagulaz, Staphylococcus aureus için bir virülans
markırı olarak kullanılır. Koagulaz, stafilokok abselerinin etrafını saran
bir fibrin tabakası oluúturur. Böylece infeksiyon lokalize olarak kalır ve
stafilokoklar fagosite edilemez.
Serbest koagulaz varlı÷ı, Gerhardt et al. (1994)’e göre
saptanmıútır: Steril tüplerde 0,1 ml steril fizyolojik tuzlu su ve 0,4 ml
insan plazması süspanse edilmiútir. Nutrient Broth’da hazırlanmıú saf
ve 24 saatlik taze kültürlerin 0,5 ml’si bu plazma+FTS karıúımı ile
karıútırılarak 37˚C’de inkübasyona bırakılmıútır.
Pozitif kontrol suú
olarak S. aureus ATCC 6538 P, negatif kontrol olarak da S.
epidermidis ATCC 12228 suúu ve bir tane de mikroorganizmanın
81
inokule edilmedi÷i, plazmanın aktivitesini ölçmek amacıyla sadece
FTS+Plazma karıúımı bulunan bir tüp kullanılmıútır. Yarım saat arayla
ilk altı saate kadar pıhtılaúmanın kontrolü yapılmıútır. Pıhtılaúma
gerçekleúen tüplerdeki izolatlar koagulaz (+) olarak kaydedilirken, ilk
altı saatte pıhtılaúmayan tüpler zayıf reaksiyon olabilece÷i sebebiyle
24 saate kadar oda sıcaklı÷ında (~20˚C) bekletilmiú ve 24 saat
sonunda tekrar kontrol edildi÷inde hala pıhtılaúma gerçekleúmemiú
tüplerdeki izolatlar koagulaz (-) olarak not edilmiútir .
3.2.3.8 Kümelenme Faktörü (Ba÷lı koagulaz) Testi
Ba÷lı Koagulaz varlı÷ını tespit etmek için, temiz lam üzerine
yayılan birkaç damla FTS’de , taze kültürden alınan bir veya birkaç
koloni, öze yardımıyla süspanse edilmiú ve bir öze dolusu tavúan
plazması ilave edilerek fibrin presipitatlarının oluúumu takip edilmiútir.
ølk 10 sn içinde fibrin presipitatlarının oluúumu ba÷lı koagulaz
(kümelenme faktörü) pozitif olarak not edilmiú, ancak 20 sn ve daha
geç oluúan reaksiyonlar ve negatif sonuçlar tüp testiyle tekrar
incelenmiútir (Gerhardt et al. ,1994).
3.2.3.9 Hemoliz Testi
Hemoliz testi, bazı bakterilerin sahip oldu÷u ve kandaki
hemoglobini parçalayan çeúitli tipteki hemolizin enzimlerinin varlı÷ını
tespit
etmeye
parçalayarak
yarar.
Bazı
bakteriler
hemoglobini
tamamen
kanda tam hemoliz yaparken (ȕ hemoliz), bazıları
koloninin etrafında hatları tam belirgin olmayan, bulanık, yeúilimsi bir
zon oluúturur (Į hemoliz). Bazıları ise hemolizin enzimine sahip
olmayıp kanlı besiyerinde herhangi bir zon oluúturmazlar (Ȗ hemoliz).
82
Bakterilerin bu yetene÷ini belirlemek için “Blood agar” veya “Columbia
blood agar” kullanılabilir.
Bu çalıúmada, hemoliz testi için,
Bölüm 3.1.2’ de içeri÷i
yazılan hazır “Blood agar base” ortamına % 5 oranında kan ilave
edilerek hazırlanmıú “kan agar” ortamı kullanılmıútır.
Petrilerde hazırlanan kan agar üzerine, kolonilerin taze yatık
kültürlerinden alınan organizmalarla, öze yardımıyla spot ekimler
yapılmıú ve 37˚C’de 24 saat inkübasyondan sonra koloni çevresinde
oluúan hemoliz zonları incelenmiútir (Gerhardt et al., 1994) .
ȕ hemoliz yapanlar “hemoliz pozitif” olarak not edilirken, Į
hemoliz yapanlar veya çok dar beta zonuna sahip olanlar “hemoliz
zayıf (w)” olarak de÷erlendirilmiútir. Koloni etrafında hiçbir zonu
bulunmayanlar,
“nonhemolitik”
yani
“hemoliz
negatif”
olarak
kaydedilmiútir (Sneath et al., 1986).
3.2.3.10 Nitrat Redüksiyon Testi
Organizmalar nitratları (NO3) redükte ederek nitritlere (NO2) ve
hatta
daha
ileri
basamaklara,
ayrıútırabilmektedir.
Denitrifikasyon
NH3
ve
N2
denilen
bu
gazına
olay
kadar
genellikle
anaerobik úartlarda ve redüktaz enzimlerinin katalitik etkisiyle
sürdürülmektedir.
Nitratların
mikroorganizmaların
ayrıúması
karakterine
göre
sonucu
oluúan
de÷iúebildi÷i
için
ürünler
nitrat
redüksiyon testi identifikasyonda oldukça yardımcı bir testtir.
Nitrat ortamı, Bölüm 3.1.2’de belirtildi÷i gibi hazırlanıp gaz
oluúumunu da gözlemek için içerisine durhaim tüpleri konarak steril
edilmiútir. Taze
yatık
kültürden
alınan kolonilerle
inokülasyon
yapıldıktan sonra 37 ˚C’de inkübasyona bırakılmıútır. Pozitif kontrol
mikroorganizma olarak S. aureus ATCC 6538 P suúu kullanılmıútır.
83
24 saat sonraki ilk kontrolde öncelikle durhaim tüplerinde gaz
oluúumuna bakılmıú; gaz oluúmuú tüplerdeki organizmalarda direkt
nitrat redüksiyonu (+) kabul edilmiú ve kaydedilmiútir. Gaz oluúumu
gözlenmeyen tüplerdeki kontrol yapılırken ; tüplerden alınan 1 ml’ lik
kültür örne÷i üzerine 3 damla sülfanilik asit ve 2 damla Į-naftol
damlatılıp renk de÷iúimi gözlenmiútir. Sonuçta, kırmızı renk oluúumu
(+) sonuç olarak kaydedilmiú, renk de÷iúimi olmayan tüplerdeki
organizmalarla 5 gün süre ile inkübasyona devam edilmiú ve
kontrolleri 24 saatte bir aynı úekilde yapılmıútır. 5. günün sonunda
hala negatif sonuç veren organizmaların nitrat redüksiyonu (-) olarak
kaydedilmiútir (Gerhardt et al., 1994).
3.2.3.11 Alkalen Fosfataz Testi
Test, mikroorganizmalarda alkalen fosfataz enziminin varlı÷ını
tespit etmek amacıyla yapılmıútır.
% 0.85’lik FTS 0.3’er ml olacak úekilde küçük tüplere
paylaútırılmıú ve otoklavda 121 ˚ C’ de 15 dk steril edilmiútir. FTS
içerisinde organizmaların taze katı kültürleriyle oldukça yo÷un hücre
süspansiyonları hazırlanmıútır. Bölüm
3.1.3 ‘de anlatıldı÷ı úekilde
hazırlanan 0.01 M glisin buffer içerisinde 0.01 M disodium pnitrophenyl phosphate çözülerek filtre ile steril edilmiú ve hazırlanan
bu substrat, aseptik koúullarda, her tüpe 0,3 ml olacak úekilde
paylaútırılmıútır. Kontrol olarak bir tüp inokülesiz bırakılmıú, pozitif
kontrol mikroorganizma olarak S. aureus ATCC 6538 P suúu, negatif
kontrol olarak da M. luteus ATCC 9341 suúu kullanılmıútır. Tüpler 37˚
C’de inkübasyona bırakılmıú ve 6 saat sonra test sonuçları alınmıútır.
Tüplerdeki renksiz süspansiyonun sarı renge dönüúümü pozitif sonuç,
84
renk de÷iúikli÷inin olmaması ise negatif sonuç olarak kaydedilmiútir
(Gerhardt et al., 1994).
3.2.3.12 Anaerobik Büyüme Testi
Mikroorganizmaların anaerobik ortamda büyüme yeteneklerini
ölçmek için yapılmıú bir testtir.
Derin bir úekilde tüplere hazırlanmıú “Thioglycollate Broth” ‘a
mikroorganizmaların taze kültürlerinden inokülasyon yapılmıú ve 24
saat 37˚ C’de inkübasyona bırakılmıútır. Kontrol olarak inokülesiz bir
tüp ve pozitif kontrol mikroorganizma olarak da S. aureus ve S.
epidermidis kullanılmıútır. Sonuçlar alınırken, büyümenin gerçekleúti÷i
ve bulanık görüntüye sahip tüplerdeki organizmalar için anaerobik
büyüme pozitif kabul edilirken, zayıf büyüyen veya büyüme olmayan
tüpler de not edilmiútir (Gerhardt et al., 1994).
3.2.3.13 Arginin Dihidrolaz Testi
Mikroorganizmaların karbon kayna÷ı olarak arginini kullanıp
kullanmadıklarını belirlemek amacıyla yapılmıútır.
Besiyeri 10’da belirtildi÷i úekilde “Thornley ortamı” hazırlanmıú
ve küçük tüplere 3-4 ml olacak úekilde paylaútırılmıútır. Aynı úekilde
bir seri de arginin ilave etmeksizin hazırlanmıú ve tüplerde hazırlanan
ortam
otoklavda
uzaklaúması
so÷utulmuútur.
için
steril
su
edildikten
banyosunda
Sarı-turuncu
sonra
içerisindeki
tutularak
rengindeki
bu
hızlı
yarı
havanın
bir
úekilde
katı
ortama
inokülasyon yapılırken; bir argininli bir de argininsiz tüpe olmak üzere
i÷ne öze ile ikiúerli ekim yapılmıútır ve ekim yapılan tüplerin üzeri 1cm
kalınlı÷ında steril mineral ya÷ ile kapatılmıútır. 37˚ C’de 7 gün süre ile
inkübasyona bırakılmıútır. ønkübasyon süresince yapılan kontrollerde
85
besiyeri renginin pembe-kırmızı renge dönüúmesi pozitif sonuç, rengin
aynı kalması veya sarıya dönüúmesi negatif sonuç olarak not
edilmiútir. P. aeruginosa ATCC 27853 suúu pozitif kontrol, E. coli
ATCC 29998 suúu negatif
kontrol olarak kullanılmıútır.
Bazı
mikroorganizmalar tam pozitif sonuç verirken, bazıları zayıf pozitif
sonuçlar vermiútir.
Argininsiz
olarak
hazırlanan
ikinci
seri,
organizmaların,
ortamdaki di÷er karbon kaynaklarını kullanarak rengi de÷iútirmesi gibi
yanlıú pozitif sonuçların takip
edilebilmesi
için
hazırlanmıútır
(Gerhardt et al, 1994).
3.2.3.14 DNase Testi
DNase Testi, DNA’nın hidrolize edilmesini katalizleyen bir
exoenzim olan “Deoksiribonükleaz (DNase)” ın organizmada bulunup
bulunmadı÷ını tespit etmek amacıyla yapılmaktadır. Özel bir ortam
olan DNase agar’ın kullanıldı÷ı test, özellikle patojenik S. aureus’un
identifikasyonunda kullanılan önemli bir testtir.
DNase agar hazırlanıp steril edildikten sonra steril petrilere
dökülmüútür. Organizmaların taze katı kültürleri ile spot ekimler
yapıldıktan sonra 37 ˚ C’ de 24 saat inkübe edilmiútir. S. aureus ATCC
6538 P pozitif kontrol, S. epidermidis ATCC 12228 suúu da negatif
kontrol mikroorganizma olarak kullanılmıútır.
ønkübasyondan
sonra,
organizmaların
ortamdaki
DNA’yı
hidrolize edip etmedi÷ini kontrol etmek için, kolonilerin üzerine, tüm
petriye yayılacak úekilde 1 molar HCl solüsyonu dökülmüútür.
DNA’nın
bulundu÷u
noktalarda
DNA
ile
presipitat
oluúturarak
bulanıklı÷a neden olan HCl, DNA’nın hidrolize edildi÷i yerlerde berrak
bir görüntüye neden olmuútur. Koloninin etrafında berrak zon
86
oluúması DNase (+) olarak not edilirken, daha dar zonlar zayıf DNase
aktivitesi olarak, hiçbir zonun bulunmaması da DNase (-) olarak
kaydedilmiútir (Gerhardt et al, 1994).
3.2.3.15 Üreaz Testi
Bu test,
üreyi hidrolize eden üreaz enzimini saptamak
amacıyla yapılır. ùekil 3.4 ‘de görüldü÷ü gibi, 1 molekül ürenin
hidrolizasyonu sonunda,
2 molekül amonyak ve karbondioksit
meydana gelir. Amonya÷ın meydana gelmesi ortamın pH’ ını yükseltir.
Dolayısıyla ortamda indikatör bulundu÷unda pH’ ın yükselmesinden
dolayı ortam rengi de÷iúim gösterecektir.
ùekil 3.4: Ürenin hidroliz reaksiyonu
Üreaz testi “Christensen metodu”na göre yapılmıútır ve
kullanılan ortam üre agardır. Petrilere hazırlanmıú üre agar ortamına,
organizmaların taze katı kültürlerinden çizgi ekim yapılıp 37˚C’de 1-7
gün inkübe edilmiútir (Gerhardt et al, 1994). Pozitif
kontrol
mikroorganizma olarak S. aureus ATCC 6538 P kullanılırken, negatif
kontrol olarak E. coli ATCC 29998 suúu kullanılmıútır. Her 24 saatte
bir yapılan kontrollerde ortam renginin açık sarıdan pembe-kırmızıya
dönmesi üreaz (+) olarak ayırt edilirken, 5 gün süresince renk
de÷iúikli÷i olmamıú organizmalar için üreaz (-) olarak not edilmiútir.
87
Ortam rengini geç ve az miktarda pembeye dönüútüren üreaz
aktivitesi zayıf (w) olarak de÷erlendirilmiútir (Sneath et al., 1986).
3.2.3.16 Oksidaz Testi
Bu
test,
mikroorganizmalar
tarafından
sentezlenen
ve
intrasellüler olan oksidaz enziminin (sitokrom C oksidase) varlı÷ını
ortaya
koymada
ve
bazı
genusların
birbirinden
ayrımında
kullanılmaktadır. Anaerobik mikroorganizmalarda, sitokrom oksidaz
sistemi yoktur.
Bu test yapılırken, organizmaların 24 saatlik taze katı kültürleri
üzerine
%5’lik “tetra metil para fenilen diamin dihidroklorür”
çözeltisinden damlatıldı÷ında 1-2 dk içinde oluúan renk de÷iúimine
bakılmıútır. Kırmızı-mavi renk oluúumu oksidazın varlı÷ını gösterir
iken,
renk
de÷iúikli÷inin
olmaması
negatif
sonuç
olarak
de÷erlendirilmiútir (Gerhardt et al, 1994) .
3.2.3.17 Karbonhidrat Fermentasyon Testleri
Bu testler, organizmaların spesifik karbonhidratları ayrıútırma
yeteneklerini belirlemek için yapılmıútır. Mikroorganizmaların bu
yetene÷i, sahip oldukları hidrolaz enzimleri sayesindedir ve türler
arasında faklılıklar oldu÷u gibi aynı tür içerisinde dahi farklı
fermentasyon yetene÷ine sahip varyant suúlar mevcuttur.
Karbonhidratların (monosakkarid, polisakkarid ve alkoller)
aerobik ve anaerobik fermentasyonu söz konusudur ve sonuçta çok
farklı son ürünler ve enerji açı÷a çıkmaktadır. Açı÷a çıkan son ürünler,
organik asitler (asetik asit, laktik asit vs.), nötral ürünler (etil alkol,
aseton vs) veya gazlar (hidrojen, oksijen, metan vs) olabilmektedir. Bu
88
maddeler
çeúitli
testler
yardımıyla
ortaya
konabilmektedir
ve
mikroorganizmaların identifikasyonunda kullanılmaktadır.
Stafilokok
fermentasyon
ve
testleri
enterokok
izolatlarının
yapılan
karbonhidratlar
identifikasyonunda
Çizelge
3.3’de
gösterilmiútir.
Çizelge 3.5: Fermentasyon testlerinde kullanılan karbonhidratlar
Stafilokok øzolatlarının
Enterokok øzolatlarının
ødentifikasyonunda Fermentasyon
ødentifikasyonunda Fermentasyon
Testleri Yapılan Karbonhidratlar
Testleri Yapılan Karbonhidratlar
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
D-Xylose
L-Arabinose
Raffinose
Salicin
Sucrose
Maltose
D-Mannitol
D-Mannose
D-Trehalose
Į-Lactose
D-Galactose
ȕ-D-Fructose
D-Melesitose
D-Ribose
Xylitol
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
•
D-Xylose
L-Arabinose
Arbutin
D-Melesitose
Melibiose
D-Sorbitol
L-Sorbose
D-Mannitol
Raffinose
Sucrose
D-Ribose
Adonitol
D-Mannose
D-Trehalose
Xylitol
Otoklavlanmıú “phenol red broth base” ortamına, filtre ile steril
edilmiú
karbonhidratlardan,
sadece
salicin
%
0.5,
di÷er
karbonhidratların her biri %1 oranında ilave edilerek tüplere
fermentasyon ortamı hazırlanmıútır. Çizelge 3.3’de belirtilen tüm
karbonhidratlar için aynı iúlem tekrarlanmıútır. Kontrol mikroorganizma
olarak S. aureus ATCC 6538 P suúu kullanılırken, ortam kontrolü için
89
de
sadece test edilecek karbonhidrat ve fermentasyon ortamı
bulunan inokulesiz bir tüp kullanılmıútır.
Mikroorganizmaların taze kültürlerinden ortama inokulasyon
yapıldıktan sonra 37˚C’de 24 - 48 saat inkübe edilmiútir. 24 saatte bir
tüplerdeki renk de÷iúimleri kontrol edilmiú ve sarı renk oluúumu (+)
sonuç, kırmızı renk oluúumu (-) sonuç ve daha zayıf sonuçlar da (w)
olarak not edilmiútir (Gerhardt et al, 1994).
3.2.3.18 Beta Galaktosidaz Testi
Bu
test,
2-Nitrophenyl
ȕ-D-galactopyranoside
(ONPG)’in
ayrıúmasını katalize eden “beta-galaktosidaz” enziminin varlı÷ının
belirlenmesi amacıyla yapılmıútır. Laktozu geç parçalayan veya
úüpheli reaksiyon veren mikroorganizmalara kesinlik kazandırmada bu
test önemlidir. Böyle
reaksiyon
bakterilerin
vermektedirler.
Pozitif
ço÷u
ß-galaktosidase
reaksiyon
laktozun
pozitif
fermente
oldu÷unu göstermektedir. Beta galaktosidaz, ortamda bulanan basit
galoktozid'leri (laktoz dahil) ayrıútıran ve indüklenebilen intrasellüler
bir enzimdir.
Ǻeta-galaktosidaz
Bakteri + ONPG -----------------------ĺ o – nitrofenol
(renksiz)
(hidrolizasyon)
(sarı)
ùekil 3.5: ONPG’nin beta-galaktosidaz enzimi yardımıyla hidrolizi
ùekil 3.5’de görüldü÷ü gibi, besiyerinde galaktosidase pozitif bir
bakteri bulundu÷unda, renksiz olan ONPG hidrolize edilerek, sarı
kromojenik bir madde olan O-nitrofenol (ONP) serbest kalır. Pozitif
reaksiyon da bu maddenin tespiti üzerine dayanır. Serbest kalan onitrofenol, alkali bir solusyonda bulunursa, tautometrik de÷iúmelere
90
maruz kalarak sarı renk meydana getirir. Bu sonuç ß-galaktosidaz
enziminin varlı÷ını, dolayısıyla da laktozun fermente oldu÷unu
gösterir. Bu çalıúmada, ß-galaktosidaz varlı÷ını tespit etmek amacıyla,
ONPG emdirilmiú steril hazır diskler kullanılmıútır. % 0.85’lik fizyolojik
tuzlu su hazırlanmıú ve test edilecek mikroorganizmalar ve kontrol
organizmalar
için,
her
tüpe
0,1
ml
olacak
úekilde
tüplere
paylaútırılmıútır. FTS içeren bu tüpler otoklavda steril edildikten sonra,
aseptik
úartlarda,
her
tüpe
1
ONPG
diski
yerleútirilmiútir.
Mikroorganizmaların taze yatık kültürlerinden öze yardımıyla yapılan
inokulasyondan sonra, 35˚C’de inkübe edilmiútir. 6 saate kadar her
saatte bir yapılan kontrollerde tüpte oluúan sarı renk pozitif sonuç,
rengin de÷iúmemesi de negatif sonuç olarak kaydedilmiúltir. Geç
reaksiyonlar olabilece÷inden dolayı negatif tüplerin inkübasyonu 24
saate tamamlanmıú ve son sonuçlar alınmıútır. Pozitif kontrol
mikroorganizma olarak E. coli ATCC 29998 suúu, ortam kontrolü için
de inokulasyonsuz bir tüp kullanılmıútır (Gerhardt et al, 1994).
3.2.3.19 P Agar’da Koloni Çapının Ölçülmesi
Koloni
çapı,
Kloos
and
Schleifer’ın
yöntemine
göre
ölçülmüútür. Koloni çapı, stafilokok türleri arasında farklılık gösterdi÷i
için identifikasyonda bu özellikten yararlanılmıútır. Hazırlanan P Agar
petrilerine, organizmaların çizgi ekimi yapılarak tek koloni düúürülmüú
ve petriler 3 gün süre ile 37˚C’de inkübasyondan sonra 2 gün de oda
sıcaklı÷ında (20˚C) bekletilmiútir. Daha sonra cetvel yardımıyla koloni
çapları ölçülmüútür. Koloni çapları, “5mm’den büyük” veya “5 mm’den
küçük” olarak sınıflandırılmıú ve sonuçlar Çizelge 4.5’e kaydedilmiútir
(Sneath et al, 1986).
91
3.2.3.20 % 10 ve % 15 NaCl Agar’da büyüme testleri
Taze yatık kültürlerden alınan organizmalar, besiyeri 18’de
belirtildi÷i úekilde hazırlanmıú % 10 ve % 15 oranında NaCl içeren
ortamlara ve aynı úekilde bir seri de standart nutrient agar ortamına
ekim yapılmıútır. Mikroorganizmaların büyüme kontrolleri, 37 ˚C’ de
24 saat inkübasyondan sonra, standart nutrient agardaki büyüme
miktarlarıyla
kıyaslanarak
yapılmıútır.
Sonuçlar
kaydedilmiútir
(Gerhardt et al, 1994).
3.2.3.21 15 ˚C ve 45 ˚C’de büyüme testleri
Nutrient agar ortamına ekilen taze kültürlerden 1 seri
mikroorganizma 15˚C’de, bir seri mikroorganizma 45˚C’de, bir seri de
kontrol grubu olarak ideal büyüme sıcaklı÷ı olan 37˚C’de inkübe
edilmiútir. 24 saat sonra, 15˚C ve 45˚C’deki büyümeler, 37˚C’deki
büyüme oranlarıyla karúılaútırılarak kaydedilmiútir (Gerhardt et al,
1994).
3.2.3.22 pH 9,6’da büyüme testi
Enterokoklar için ayırt edici bir testtir. Standart nutrient broth
ortamının PH’ı 9,6’ya ayarlandıktan sonra taze kültürden alınan
mikroorganizmalar inokule edilmiú ve 24 saat inkübe edilmiútir.
ønkübasyondan sonra bulanıklık görülen tüplerde büyüme (+) olarak
not edilmiútir (Gerhardt et al, 1994).
3.2.3.23 % 6,5 NaCl konsantrasyonunda büyüme
Enterokoklar için ayırt edici testlerden biridir ve identifikasyonda
önemlidir. % 6.5 oranında NaCl içeren nutrient broth ortamına ve aynı
úekilde NaCl içermeyen nutrient broth ortamına da inokule edilen
mikroorganizmaların, 24 saatlik inkübasyondan sonra büyümeleri
92
kontrol edilmiútir. Nutrient brothdaki kadar bulanıklık gözlenen NaCl’lü
nutrient broth içeren tüplerdeki suúlar için sonuç
pozitif olarak
kaydedilmiú ve bu türlerle identifikasyona devam edilmiútir. Kontrol
mikroorganizma olarak E. faecalis ATCC 29212 suúu kullanılmıútır
(Gerhardt et al, 1994).
3.2.3.24 Sarı pigment oluúumu
Enterokok izolatlarının identifikasyonunda yararlanılmıú bir
testtir. Brain Heart ønfusion Agar üzerine ekimi yapılan taze kültürler,
24 saat 37ƕC’de inkübe edilmiútir. ønkübasyon sonrası kolonilerin renk
kontrolü yapılmıú ve kuvvetli bir sarı renge sahip koloniler pozitif
olarak kaydedilmiútir (Manero ve Blanch, 1999).
3.2.3.25 Potasyum tellüritin indirgenmesi
Enterokok izolatlarının identifikasyonu için yapılmıú bir testtir.
Standart nutrient agar büyüme ortamına % 0.04 oranında ‘Potasyum
tellürit’ solüsyonundan ilave edilmiú ve steril edilmiútir. Petrilere
dökülen ortama taze mikroorganizma kültürleriyle spot ekimler
yapılmıú ve 24 saat inkübasyondan sonra, tellüritin indirgenmesinden
dolayı siyahlaúan koloniler pozitif olarak kaydedilmiútir. Pozitif kontrol
olarak E. feacalis ATCC 29212 suúu kullanılmıútır (Carvalho et al.,
2004).
3.2.4 ødentifikasyon için hazır panellerin uygulanması
Çalıúmada yapılan tüm biyokimyasal ve morfolojik testlerden
sonra, konvansiyonel testlerle tür düzeyinde tanımlanamayan bazı
izolatların
tanımlanması
ve
konvansiyonel
testlerle
tanımlanan
93
suúların
da
do÷rulanması
amacıyla
hazır
Api
identifikasyon
panellerinden yararlanılmıútır. Stafilokok izolatlarının identifikasyonu
için
Api
Staph
identifikasyonu
(Biomerieux,
için
de
Api
France),
20
Enterokok
Strep
suúlarının
(Biomerieux,
France)
saatlik
kültürler
kullanılmıútır.
API
identifikasyon
panelleri,
18
taze
kullanılarak, üretici firmanın prosedürüne göre uygulanmıú ve sonuçlar
24 saat inkübasyondan sonra alınmıútır. Elde edilen sonuçlar, üretici
firmanın hazırladı÷ı veri tabanlarına girilmiú ve bu özel bilgisayar
tanımlama programında girilen sayısal veriye karúılık gelen strain, tür
adı, identifikasyon derecesi (ID) ve tipe uygunlu÷u (T) ile birlikte
kaydedilerek
(Bkz.
Çizelge
4.7,
4.8)
mikroorganizmaların
identifikasyonu tamamlanmıútır.
3.2.5 Antibiyotik duyarlılık testleri (NCCLS, 2003)
Bugüne
de÷in,
antistafilokokal,
penisilinaza
dayanıklı
penisilinlere direnç, metisilin direnci olarak ifade edilmiútir, bu nedenle
MRSA (metisiline dirençli stafilokok) kısaltmaları artık testlerde veya
tedavide seçilen ilaç olmamasına karúın, hala kullanılmaktadır.
Penisiline duyarlı stafilokoklar, aynı zamanda FDA tarafından
stafilokok
infeksiyonlarında
kullanılması
onaylanmıú
di÷er
penisilinlere, sefemlere ve karbapenemlere de duyarlıdır. Penisiline
dirençli, oksasiline duyarlı suúlar penisilinaza dayanıksız penisilinlere
dirençli fakat di÷er penisilinaza dayanıklı penisilinlere, B-laktam-Blaktamaz inhibitör kombinasyonlarına, sefemlere ve karbenepemlere
duyarlıdırlar. Oksasiline dirençli stafilokoklar úu anda piyasada
bulunan tüm B- laktam antibiyotiklere dirençlidir. Bu nedenle sadece
94
penisilin ve oksasilin test edilerek, çok çeúitli beta laktam antibiyoti÷e
karúı duyarlılık veya dirençlilik belirlenebilir. Di÷er penisilinlerin, Blaktamaz inhibitör kombinasyonlarının, sefemlerin ve karbenepemlerin
rutin olarak test edilmesi önerilmez ( NCCLS, 2003).
Enterococcus spp için sefalosporinler, aminoglikozidler (yüksek
düzey
direnç
taraması
hariç),
klindamisin
ve
trimetoprim/sülfametoksazol in vitro olarak aktif görünebilir, ancak
klinik olarak etkili de÷ildirler ve izolatlar duyarlı olarak bildirilmelidir.
Enterokoklarda vankomisin direnci test edilirken plaklar tam 24 saat
inkübe edilmeli ve ıúık önünde incelenmelidir; inhibisyon zonu içindeki
her çeúit üreme ve ince yayılmanın varlı÷ı direnç göstergesidir. Orta
derecede duyarlı zon çapı veren mikroorganizmalar MøK yöntemi ile
test edilmelidir.
temsilcisidir.
Ampisilin
enterokokların
piperasilin
Ampisilin;
ve
ampisilin
sonuçları,
amoksisilin
/klavulonik
piperasilin/tazobaktama
ve
amoksisilinin
Beta-laktamaz
asit,
sınıf
üretmeyen
ampisilin/sulbaktam,
duyarlılı÷ını
belirlemede
kullanılabilir (NCCLS, 2003).
Bu çalıúmada tanımlanan bakterilerin antibiyotik duyarlılık
testleri, “National Committee for Clinical Laboratory Standarts
(NCCLS)” önerilerine göre disk difüzyon yöntemi ile yapılmıútır.
Besiyeri olarak “Muller Hinton Agar” kullanılmıú ve bölüm 3.2.1’de
belirtilen antibiyotikler test edilmiútir. Organizmaların 24 saatlik taze
kültürlerinden, FTS’de
0.5 McFarland standardına eúde÷er koloni
süspansiyonu hazırlanmıú ve aseptik koúullarda, besiyeri üzerine bu
süspansiyondan 0.1 ml inokule edilerek tüm yüzeye yayılmıútır. Her
organizma için ikiúer tane petri hazırlanmıú ve her birinde 6 tane
95
olmak üzere 12 adet farklı antibiyotik diski, besiyeri üzerine
yerleútirilmiú ve 24 saat 35 ˚C’de inkübasyona bırakılmıútır.
24 saat inkübasyondan sonra, disklerin etrafında oluúan zon
çapları ölçülerek kaydedilmiútir. Bu sonuçlar Çizelge 4.11 ve 4.12’de
verilmiútir. Sonuçlar de÷erlendirilirken, enterokoklar için, NCCLS’da
yer
alan
verilere
göre
hazırlanmıú
Çizelge
3.6’da
yer
alan
“Enterococcus spp. için zon çapı yorumlama standartları ve eúde÷er
minimum inhibisyon konsantrasyonu (MøK) sınır de÷erleri” nden,
stafilokoklar için ise Çizelge 3.7 ‘deki “Staphylococcus spp. için zon
çapı
yorumlama
standartları
ve
eúde÷er
minimum
inhibisyon
konsantrasyonu (MøK) sınır de÷erleri” nden yararlanılmıútır.
Novobiyosin direncini tespit ederken,
her birinde 5 µg
novobiyosin bulunan disklerin çevresindeki inhibisyon zon çapı •16
mm olan strainler,
novobiyosine direçli olarak kaydedilmiútir
(Stepanovic et al.,2005).
Çizelge 3.6 : Oluúan zon çaplarına göre, Enterococcus ssp.’nin antimikrobik
ilaçlara duyarlılık durumu ve eúde÷er MøK sınır de÷erleri (NCCLS, 2003).
Antimikrobik
Disk
ølaç
øçeri÷i
Ampisilin
10 ȝg
Vankomisin
30 ȝg
Gentamisin
120 ȝg
Siprofloksasin
5 ȝg
Kloramfenikol
30 ȝg
Eúde÷er MøK
Sınır De÷eri
(µg/ml)
Zon Çapı
(Yaklaúık mm)
R
I
S
” 16
-
• 17
• 16
”8
15-16 • 17
•32
”4
”14
6
”15
”12
R
S
7-9
•10
>500
”500
16-20
•21
•4
”1
13-17
•18
•32
”8
96
Çizelge 3.7 : Oluúan zon çaplarına göre, Staphylococcus ssp.’nin antimikrobik
ilaçlara duyarlılık durumu ve eúde÷er MøK sınır de÷erleri (NCCLS, 2003)
Disk
Antimikrobik
Zon Çapı
(Yaklaúık mm)
øçeri÷i
ølaç
R
I
Eúde÷er MøK
Sınır De÷eri
(µg/ml)
S
R
S
Oksasilin (S. aureus)
1 ȝg
” 10
11-12
• 13
•4
”2
Oksasilin (KNS)
1 ȝg
” 17
-
• 18
• 0.5
” 0.25
Ampisilin
10 ȝg
” 28
-
• 29
ȕ-aktamaz ” 0.25
Amoksisilin Klavulanik asit
20/10 ȝg
” 19
-
• 20
• 8/4
” 4/2
Sefuroksim sodyum
30 ȝg
” 14
15-17
• 18
• 32
”8
ømipenem
10 ȝg
” 13
14-15
• 16
• 16
”4
Vankomisin
30 ȝg
-
-
• 15
Gentamisin
10 ȝg
” 12
13-14
• 15
•8
”4
Siprofloksasin
5 ȝg
” 15
16-20
• 21
•4
”1
Klindamisin
2 ȝg
” 14
15-20
• 21
•4
” 0.5
Trimetoprim /
Sülfametoksazol
1.25/ 23.75
ȝg
” 10
11-15
• 16
• 4/76
” 2/38
Kloramfenikol
30 ȝg
” 12
13-17
• 18
• 32
”8
”4
97
4. BULGULAR
4.1 Hava Örneklerindeki Toplam Canlı Sayıları
Örneklemede kullanılan PCA petrilerine hava örnekleri alınıp 24
saat inkübe edildikten sonra, ùekil 4.1’de görüldü÷ü gibi büyüme
gösteren koloniler sayılmıútır. Aspire edilen hava miktarı litre
cinsinden oldu÷undan,
1 m3’ deki koloni oluúturan birim (cfu)’ i
hesaplamak için Bölüm 3.1.1 ‘de belirtilen ‘hesaplama formulü’
kullanılmıú ve her noktadan alınan hava örne÷ine ait “1 m3’deki
toplam canlı sayısı (cfu/m3)” na ulaúılmıútır.
ùekil 4.1: 24 saat inkübasyondan sonra PCA’da sayılan
kolonilerin görüntüleri
østatistiksel olarak de÷erlendirmek için, 3 ay süresince elde
edilen 99 noktaya ait toplam canlı sayıları, 1 ve 2 nolu hastane için ve
1. ve 2. sınıf ortamlar için ayrı bir úekilde sınıflandırılıp, standart
sapmaları ile birlikte aritmetik ortalamaları hesaplanmıútır.
98
1 nolu ve 2 nolu hastanenin hasta odaları ve servis koridorları
gibi 2. sınıf ortamlarından, 3 ay süresince alınan hava örneklerine ait
toplam canlı sayılarının ortalama de÷erleri Çizelge 4.1’de belirtilmiútir.
Yeni do÷an bakım odaları, DIN 1946/4 standardına göre 1. sınıf
ortamlar dahilinde de÷erlendirilmesine ra÷men, 1 nolu hastanenin
prematüre odası, ameliyathane bölümleri gibi özel havalandırma
sistemine sahip olmadı÷ı için, ayrı de÷erlendirilmiú ve prematüre
odasının atmosferine ait toplam canlı sayıları Çizelge 4.2’de
gösterilmiútir.
1. sınıf ortamlar içinde yer alan, ameliyathane salonları,
ameliyathane koridoru ve post-operatif odalarından alınan hava
örneklerinin, dezenfeksiyondandan önce ve sonra tespit edilen toplam
canlı sayılarının ortalama de÷erleri, 1 nolu hastane için Çizelge 4.3’de,
2 nolu hastane için ise Çizelge 4.4’de gösterilmiútir.
Çizelge 4.1:
2. Sınıf ortamlardaki (Hasta odaları ve servis koridorları) hava
örneklerinden elde edilen toplam canlı sayıları
1 nolu hastane
Ort.
cfu/ m
3
St.
Min
2 nolu hastane
3
Sapma
cfu/ m
223,33
145,28
40
410
323,33
203,43
180
126,66
77,37
N=6
Ort.
Max
3
cfu/m
3
St.
Min
Max
3
sapma
cfu/ m
516,66
377,07
130
1220
720
390
476,10
30
1320
40
230
703,33
377,71
290
1150
40
720
536,66
409,86
30
1320
cfu/ m
N=6
cfu/ m
1. ay
örn.
2. ay
örn.
3. ay
örn.
1., 2.,3.
ay ort.
224,44 164,21
3
99
Çizelge 4.2: 1 Nolu Hastanenin Prematüre Odasının
Ortalama Canlı Sayıları
Ort.
Prematüre
cfu/ m
St.
3
N=3
Odası
Min
Sapma
cfu/ m
Max
3
cfu/ m
1.,2.,3. ay ort.
38,33
Çizelge 4.3:
1,178
3
40
35
1 nolu hastanenin 1. sınıf ortamlarındaki havada
dezenfeksiyondan önce ve sonra ölçülen toplam canlı sayıları
Dezenfeksiyondan önce
Ort.
cfu/ m
3
St.
Min
Ort.
Max
3
Sapma
cfu/ m
13
7,58
5
25
7
7,58
0
16
24,59
12
14,85
N=5
Dezenfeksiyondan sonra
3
cfu/ m
3
St.
Min
Max
3
sapma
cfu/ m
67
53,80
0
135
15
3
2,73
0
5
5
60
17
14,40
0
35
0
60
29
41,19
0
135
cfu/ m
N=5
cfu/ m
1. ay
örn.
2. ay
örn.
3. ay
örn.
1.,2.,3.
ay ort.
3
100
Çizelge 4.4:
2 nolu hastanenin 1. sınıf ortamlarındaki havada
dezenfeksiyondan önce ve sonra ölçülen toplam canlı sayıları
Dezenfeksiyondan önce
Ort.
cfu/ m
Min
3
24
15,16
10
45
23
29,70
0
20
19,03
22,33
20,60
örn.
2. ay
örn.
3. ay
örn.
Ort.
Max
cfu/ m
1. ay
ay ort.
St.
Sapma
N=5
1.,2.,3.
3
Dezenfeksiyondan sonra
3
cfu/ m
3
St.
Min
Max
3
sapma
cfu/ m
11
6,51
0
15
75
26
31,50
0
75
0
50
17
14,83
0
40
0
75
18
19,98
0
75
cfu/ m
N=5
cfu/ m
3
4.2 øzolatların Elde Edilmesi
Örneklemeler süresince hava örne÷i alınan BPA petrileri,
37˚C’de 24-48 saat inkübasyondan sonra incelenmiú, siyah, parlak,
konveks, 1-1,5 mm çapında, etrafında dar beyaz bir kuúak (lipaz
aktivitesi) ve bunu çevreleyen berrak beyaz zon oluúturan lesitinaz (+)
koloniler muhtemel S. aureus olarak, sadece beyaz kuúakla çevrili
aynı tipteki koloniler de atipik S. aureus kolonisi veya KNS olma
ihtimaliyle seçilmiú, gram reaksiyonu pozitif olan ve kok morfolojisi
stafilokoklara benzeyen suúlar di÷er morfolojik ve biyokimyasal
testlerle
tanılamak için
çalıúmaya
alınmıútır.
BPA
petrilerinde
inkübasyondan sonra gözlenen stafilokok izolatlarının görüntüleri ùekil
4.2’de gösterilmiútir.
101
ùekil 4.2:48 saat inkübasyondan sonra BPA’daki
kolonilerin görüntüleri
CNA petrileri, hava örnekleri alındıktan sonra 37˚C’de 24-48
inkübe edilmiútir. S. aureus kanda beta hemoliz yaptı÷ı için, CNA agar
petrilerinde, tam beta hemoliz yapmıú kolonilerden, gram pozitif kok
morfolojisinde olan koloniler izole edilmiú ve çalıúmaya dahil edilmiútir.
ønkübasyondan
sonra,
CNA
petrilerinde gözlenen
kolonilerin
görüntüleri ùekil 4.3’de gösterilmiútir.
ùekil 4.3: 24 saat inkübasyondan sonra CNA Agar’daki
Kolonilerin görüntüleri
102
ùekil 4.4: 72 saat inkübasyondan sonra KEAA’daki
kolonilerin görüntüleri
Hava örneklerinin alındı÷ı ve 37˚C’de inkübasyona bırakılan
KEAA petrileri 72 saat sonra incelenmiú ve besiyeri içeri÷indeki
eskulini hidrolize ederek koloni etrafında zeytin yeúili-siyah bir zon
oluúturan
koloniler
muhtemel
enterokok
izolatı
olarak
kesin
identifikasyon için çalıúmaya alınmıútır. KEAA petrilerindeki kolonilerin
görüntüleri ùekil 4.4’de gösterilmiútir.
PAp
petrileri,
hava
örnekleri
alındıktan
sonra
35˚C’de
inkübasyona bırakılmıú ve 24, 48 , 72 saat ve 7 günün sonunda
mavi-yeúil koloni oluúumu açısından incelenmiútir. Ancak PAp
petrilerinde sadece kahverengi ve sarı koloniler gözlenmiú, muhtemel
Pseudomonas
aeruginosa
olabilecek,
mavi-yeúil
koloniye
hiç
rastlanmamıútır. Aynı úekilde 35˚C’de 48 saat inkübasyona bırakılan
Cetrimide agar petrilerinde ise hiç üreme olmamıútır. Dolayısıyla hava
örneklerinden P. aeruginosa izolatı elde edilememiútir.
Sonuç olarak BPA petrilerinden 45, CNA petrilerinden 39 olmak
üzere toplam 84 adet stafilokok izolatı ve KEAA petrilerinden de 12
adet enterokok izolatı elde edilmiú ve çalıúmaya dahil edilmiútir.
103
Elde edilen stafilokok izolatları kapaklı tüplerde hazıranmıú
Yatık Nutrient Agar’da, enterokok izolatları ise Yatık Tryptic Soy
Agar’da, +4˚C’de saklanmıú ve ayda bir kez taze yatık besiyerlerine
taúınarak korunmuútur. ødentifikasyon için yapılan konvansiyonel ve
di÷er testlerde buradan aktarılan 24 saatlik taze kültürler kullanılmıútır.
4.3 øzolatların Tanılanması
Elde edilen izolatların, genus ve tür düzeyinde tanılanması,
Bergey’s Manual of Systematic’s (Sneath et al., 1986) ve The
Procaryotes
(Balows
et
al.,
1992)
kaynaklarında
yer
alan
konvansiyonel metodlarla ve Api Staph (Biomerieux, France) ve Api
20
Strep
(Biomerieux,
France)
hazır
identifikasyon
panelleri
yardımıyla yapılmıútır.
Yapılan biyokimyasal ve morfolojik testler ile stafilokok
izolatlarının bu testlere verdi÷i sonuçlar Çizelge 4.5 ‘de, enterokok
izolatlarının sonuçları da Çizelge 4.6’da verilmiútir.
104
Çizelge 4.5: Staphylococcus izolatlarının morfolojik ve biyokimyasal
testlerden elde edilen sonuçları
Katalaz testi
Glukoz fermentasyonu
FTO’da büyüme
Hareketlilik
Koloni çapı>5 mm
Koloni pigmenti
Aerobik büyüme
Anaerobik büyüme
%10 (w/v) NaCl
%15 (w/v) NaCl
15oC'de büyüme
45oC'de büyüme
Sitokrom c (oksidaz)
Aerobik asit oluúumu;
D-xylose
L-Arabinose
D-cellobiose
Raffinose
Salicin
Sucrose
Maltose
D-Mannitol
D-Mannose
D-Trehalose
Alfa-Lactose
D-Galactose
B-D-Fructose
D-Melesitose
D-Ribose
Xylitol
Nitrat redüksiyonu
Alkalen fosfataz
Arginin dihidrolaz
Üreaz
Serbest Koagulaz
Kümelenme faktörü
Hemolizis
Deoksiribonükleaz
ȕ - Galaktosidaz
Novobiocin direnci
ønhibisyon zonu”16mm
1
+
+
+
+
+
+
w+
+
w-
2
+
+
+
+
+
+
w+
w-
3
+
+
+
+
+
+
w+
w+
+
-
4
+
+
+
+
w+
w+
+
+
-
5
+
+
+
+
+
+
+
+
-
6
+
+
+
+
+
+
w+
+
-
7
+
+
+
+
+
+
w+
+
-
8
+
+
+
+
+
+
w+
w+
-
9
+
+
+
+
w+
ww+
+
-
10
+
+
+
+
+
+
w
+
w+
-
11
+
+
+
+
w+
w
+
+
-
12
+
+
+
+
+
w+
+
-
13
+
+
+
+
+
w
w+
-
14
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
w+
w+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
+
+
+
+
+
+
+
+
www-
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w-
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
w-
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
w+
+
+
+
+
+
+
+
w+
w+
w+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
w+
+
w+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
w-
+
-
+
-
-
+
-
-
-
-
+
-
-
-
105
Çizelge 4.5 (Devam)
Katalaz testi
Glukoz fermentasyon
FTO’da büyüme
Hareketlilik
Koloni çapı>5 mm
Koloni pigmenti
Aerobik büyüme
Anaerobik büyüme
%10 NaClde büyüme
%15 NaCl de büyüme
15oC'de büyüme
45oC'de büyüme
Sitokrom c (oksidaz)
Aerobik asit oluúumu;
D-xylose
L-Arabinose
D-cellobiose
Raffinose
Salicin
Sucrose
Maltose
D-Mannitol
D-Mannose
D-Trehalose
Alfa-Lactose
D-Galactose
B-D-Fructose
D-Melesitose
D-Ribose
Xylitol
Nitrat redüksiyonu
Alkalen fosfataz
Arginin dihidrolaz
Üreaz
Serbest Koagulaz
Kümelenme faktörü
Hemolizis
Deoksiribonükleaz
ȕ - Galaktosidaz
Novobiocin direnci
ønhibisyon
zonu”16mm
15
+
+
+
+
+
w
-
16
+
+
+
+
+
w
ww+
-
17
+
+
+
w+
ww+
-
w+
+
+
+
+
w+
+
w-
+
+
+
+
+
+
+
w+
w+
-
-
18
+
+
+
+
+
w
ww+
-
19
+
+
+
w+
w
+
w+
-
20
+
+
+
+
+
+
+
w+
-
21
+
+
+
+
+
w+
+
w-
22
+
+
+
+
+
ww-
23
+
+
+
+
+
ww+
-
24
+
+
+
+
+
+
w
-
25
+
+
+
+
w+
w
+
w-
26
+
+
+
+
+
+
www-
27
+
+
+
+
+
+
ww+
-
28
+
+
+
+
w+
+
+
w-
+
+
+
+
+
ww+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
w+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
ww-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
W+
+
+
-
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
ww+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
+
+
+
-
-
-
+
+
+
-
-
-
+
-
-
+
106
Çizelge 4.5(Devam)
Katalaz testi
Glukoz fermentasyon
FTO’da büyüme
Hareketlilik
Koloni çapı>5 mm
Koloni pigmenti
Aerobik büyüme
Anaerobik büyüme
% 10 NaClde büyüme
% 15 NaClde büyüme
15oC'de büyüme
45oC'de büyüme
Sitokrom c (oksidaz)
Aerobik asit oluúumu;
D-xylose
L-Arabinose
D-cellobiose
Raffinose
Salicin
Sucrose
Maltose
D-Mannitol
D-Mannose
D-Trehalose
Alfa-Lactose
D-Galactose
B-D-Fructose
D-Melesitose
D-Ribose
Xylitol
Nitrat redüksiyonu
Alkalen fosfataz
Arginin dihidrolaz
Üreaz
Serbest Koagulaz
Kümelenme faktörü
Hemolizis
Deoksiribonükleaz
ȕ - Galaktosidaz
Novobiocin direnci
ønhibisyonzonu”16mm
29
+
+
+
+
w+
w+
w+
-
30
+
+
+
+
+
+
w+
w-
31
+
+
+
+
+
+
w+
w+
-
32
+
+
+
w+
+
+
+
-
33
+
+
+
s
+
+
+
w
ww-
34
+
+
+
s
+
w+
w+
+
-
35
+
+
+
+
w+
w
+
w+
-
36
+
+
+
w+
w
+
w+
-
37
+
+
+
w+
w
+
w+
-
38
+
+
+
+
w+
w
+
w+
-
39
+
+
+
+
+
+
+
+
W+
-
40
+
+
+
+
+
w+
+
-
41
+
+
+
+
+
w+
w+
-
42
+
+
+
+
+
w+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
-
+
+
+
+
+
+
w+
-
+
+
+
+
+
+
w+
w-
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
w+
w-
+
+
+
+
+
w+
+
-
+
+
+
+
+
+
w+
-
+
+
+
+
+
+
w+
-
+
+
+
+
+
+
w+
+
w-
+
+
+
+
+
+
w+
w+
+
w-
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
w-
w+
+
+
w+
w+
w-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
-
-
-
+
-
+
+
+
+
+
+
-
-
-
107
Çizelge 4.5(Devam)
Katalaz testi
Glukoz fermentasy
FTO’da büyüme
Hareketlilik
Koloni çapı>5 mm
Koloni pigmenti
Aerobik büyüme
Anaerobik büyüme
%10 NaCl büyüme
%15 NaCl büyüme
15oC'de büyüme
45oC'de büyüme
Sitokrom (oksidaz)
Aerobik asit oluú.
D-xylose
L-Arabinose
D-cellobiose
Raffinose
Salicin
Sucrose
Maltose
D-Mannitol
D-Mannose
D-Trehalose
Alfa-Lactose
D-Galactose
B-D-Fructose
D-Melesitose
D-Ribose
Xylitol
Nitrat redüksiyonu
Alkalen fosfataz
Arginin dihidrolaz
Üreaz
Serbest Koagulaz
Kümelenme faktör
Hemolizis
Deoksiribonükleaz
ȕ - Galaktosidaz
Novobiocin direnci
ønhib. zonu”16mm
43
+
+
+
+
+
+
+
+
-
44
+
+
+
+
+
w+
+
+
-
45
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
-
46
+
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
47
+
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
48
+
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
49
+
+
+
+
w
w+
w-
50
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
51
+
+
+
+
+
+
+
+
-
52
+
+
+
+
+
+
w+
+
-
53
+
+
+
+
+
+
+
w
+
w+
-
54
+
+
+
+
w+
w+
w+
-
55
+
+
S
+
+
w
ww+
w-
56
+
+
+
s
+
+
+
w
+
w
-
+
+
+
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
w+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
w+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
ww+
w+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
ww
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
w+
w+
+
+
+
-
w+
+
+
+
+
+
w+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
-
w+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
108
Çizelge 4.5 (Devam)
Katalaz testi
Glukoz fermentasyonu
FTO’da büyüme
Hareketlilik
Koloni çapı>5 mm
Koloni pigmenti
Aerobik büyüme
Anaerobik büyüme
%10 NaCl de büyüme
%15 NaCl de büyüme
15oC'de büyüme
45oC'de büyüme
Sitokrom c (oksidaz)
Aerobik asit oluúumu
D-xylose
L-Arabinose
D-cellobiose
Raffinose
Salicin
Sucrose
Maltose
D-Mannitol
D-Mannose
D-Trehalose
Alfa-Lactose
D-Galactose
B-D-Fructose
D-Melesitose
D-Ribose
Xylitol
Nitrat redüksiyonu
Alkalen fosfataz
Arginin dihidrolaz
Üreaz
Serbest Koagulaz
Kümelenme faktörü
Hemolizis
Deoksiribonükleaz
ȕ - Galaktosidaz
Novobiocin direnci
ønhibisyon zonu”16mm
57
+
+
+
w
+
+
ww+
-
58
+
+
+
+
w+
w
+
+
-
59
+
+
+
w
+
+
+
w
+
w-
60
+
+
+
+
+
w
+
+
-
61
+
+
+
+
+
+
w
+
w+
-
62
+
+
+
+
+
+
w+
-
63
+
+
+
+
+
+
w
+
-
64
+
+
+
+
+
+
ww
-
65
+
+
+
+
+
+
w-
66
+
+
+
+
+
w+
ww+
-
67
+
+
+
+
+
w
+
+
-
68
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
69
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
70
+
+
+
+
+
+
w+
+
-
+
+
+
+
+
+
wW
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
w+
+
w+
+
w-
+
+
+
+
+
+
+
w+
w+
+
+
w+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
ww+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
w
w+
+
+
+
+
+
+
w+
+
w
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
w+
+
+
+
+
+
w+
w+
+
w+
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
w-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w-
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
w
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
109
Çizelge 4.5 (Devam)
Katalaz testi
Glukoz fermentasyonu
FTO’da büyüme
Hareketlilik
Koloni çapı>5 mm
Koloni pigmenti
Aerobik büyüme
Anaerobik büyüme
%10 NaCl de büyüme
%15 NaCl de büyüme
15oC'de büyüme
45oC'de büyüme
Sitokrom c (oksidaz)
Aerobik asit oluúumu;
D-xylose
L-Arabinose
D-cellobiose
Raffinose
Salicin
Sucrose
Maltose
D-Mannitol
D-Mannose
D-Trehalose
Alfa-Lactose
D-Galactose
B-D-Fructose
D-Melesitose
D-Ribose
Xylitol
Nitrat redüksiyonu
Alkalen fosfataz
Arginin dihidrolaz
Üreaz
Serbest Koagulaz
Kümelenme faktörü
Hemolizis
Deoksiribonükleaz
ȕ - Galaktosidaz
Novobiocin direnci
ønhibisyon zonu”16mm
71
+
+
+
+
+
+
ww
-
72
+
+
+
+
w
w+
+
+
-
73
+
+
+
+
+
+
w+
+
-
74
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
75
+
+
+
+
w
w+
+
+
-
76
+
+
+
+
+
w
ww-
77
+
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
78
+
+
+
+
+
+
+
w
+
+
-
79
+
+
+
+
+
w+
+
-
80
+
+
+
+
+
w
w+
+
-
81
+
+
+
+
+
w
+
+
-
82
+
+
+
+
+
+
w+
-
83
+
+
+
+
+
+
+
+
-
84
+
+
+
+
+
+
ww+
+
-
+
+
+
+
+
+
w+
+
w+
w+
+
ww-
+
+
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
w
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
+
+
w-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w-
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
ww-
+
+
+
+
+
+
+
+
ww
+
w+
w+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+
w+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
w+
w+
ww-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
w-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
-
+
+
+
+
+
w+
+
+
+
+
w
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
(+: pozitif; -: negatif; w: zayıf ; w+: pozitife yakın; w-: negatife yakın)
110
Çizelge 4.6: Enterococcus izolatlarının morfolojik ve biyokimyasal testlerden
elde edilen sonuçları
Karakteristikler
Katalaz
Anaerobik büyüme
Hemoliz
Sarı pigmentasyon
% 6.5 NaCl'de büyüme
45oC'de büyüme
pH 9.6'da büyüme
Argininden amonyak oluúumu
Potasyum tellüritin indirgenmesi
Asit oluúumu;
L-Arabinoz
Arbutin
Adonitol
Melesitose
Melibiose
Sorbitol
Sorbose
Mannitol
Raffinose
Saccharose
Ribose
Trehalose
D-mannose
D-xylose
Xylitol
ȕ –Galactosidase
1E 2E 3E 4E 5E 6E 7E 8E 9E 10E 11E 12E
w- w- + + + + + w+ w- +
+
+
Į
Į
ȕ Į
w- w- + + + + + + w- +
+
+
+ + + + + +
+
+
+
w- w- + + + + + + w- +
+
+
+ + + + +
+
+
+
- w+ w+ + + w+ +
- w+ w+ w+
+
+
w+ w+
+
+
+
+
+
+
+
+
w- w-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
w+ +
+
+
+
+ +
+
+
w- +
w- w-
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
(+: pozitif; -: negatif; w: zayıf ; w+: pozitife yakın; w-: negatife yakın;
Į: alfa hemoliz; ȕ: beta hemoliz)
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
111
Konvansiyonel Test Sonuçlarının Bazı Görüntüleri
øzolatlara uygulanan biyokimyasal ve morfolojik testlerden elde
edilen sonuçlara ait bazı görüntüler, ùekil 4.5, 4.6, 4.7, 4.8, 4.9, 4.10,
4.11, 4.12, 4.13, 4.14, 4.15, 4.16, 4.17, 4.18, 4.19, 4.20, 4.21, 4..22,
4.23 ve 4.24’ de verilmiútir.
ùekil 4. 5 : Gram boyama ile boyanmıú bazı stafilokok
hücrelerinin100x16’lık büyütmedeki mikroskobik görüntüleri
ùekil 4. 6 : Gram boyama ile boyanmıú bazı enterokok
hücrelerinin100x16’lık büyütmedeki mikroskobik görüntüleri
112
ùekil 4.7: Bazı stafilokok izolatlarının
ùekil 4.8: Stafilokok izolatlarının
pozitif katalaz sonucu
FTO’da büyüme testi negatif sonucu
ùekil 4.9: ønkübasyondan önce
ùekil 4.10: 7 gün inkübasyondan sonra
O/F tüpleri
O/F tüplerindeki renk de÷iúimi
ùekil 4.11: Koagulaz testi görüntüleri
ùekil 4.12: Mannitol Salt Agarda
büyüme ve mannitolün fermentasyonu
113
ùekil 4.13: Beta hemoliz yapan
ùekil 4.14: Nitrat reduksiyon testinin
bazı izolatların kan agardaki
kontrol görüntüleri
görüntüleri
ùekil 4.15: Bazı izolatların
ùekil 4.16: Bazı izolatların anaerobik
alkalen fosfataz testi sonuçları
büyüme görüntüleri
ùekil 4.17:Bazı izolatların
ùekil 4.18: Bazı izolatların DNAse testi
arginin dihidrolaz testi sonuçları
pozitif sonuç görüntüleri
114
ùekil 4.19: Bazı izolatların
ùekil 4.20: Bazı izolatların
üreaz testi sonuç görüntüleri
oksidaz testi sonuç görüntüleri
ùekil 4.21: Karbonhidratların
ùekil 4.22: Bazı izolatların beta
fermentasyonundaki renk de÷iúimi
galaktosidaz testi sonuçları
ùekil 4.23: P Agardaki kolonilerin
ùekil 4.24: Bazı enterokok izolatlarının
görüntüleri
potasyum tellürit indirgeme testine ait
pozitif sonuçları
115
4.3.1 Tanılanan øzolatlar
ødentifikasyon sonucu, elde edilen 84 stafilokok izolatından, 7
suú koagulaz (+), 29 suú koagulaz (-) olmak üzere toplam 36 suú ( %
42,85) S. aureus olarak tanılanmıútır. Serbest koagulaz üreten suúlar
46,47,48,53,61,77 ve 78 nolu izolatlardır. 2 tane S. lugdunensis ve 12
tane S. aureus suúunun kümelenme faktörüne (clumping factor,
bound coagulase) sahip oldu÷u tespit edilmiú, di÷er stafilokok
suúlarının hem koagulaz hem de kümelenme faktörünün negatif
oldu÷u saptanmıútır. Koagulaz negatif di÷er stafilokok izolatlarından
(KNS) , 19 suú (% 22,61) S. xylosus, 13 suú (%15,47) S.
haemolyticus, 7 suú (%8,33) S. hominis, 3 suú (% 3,57) S. lentus, 2
suú (% 2,38) S. lugdunensis, 1 suú (% 1,19) S. epidermidis, 1 suú
(% 1,19) S. saprophyticus, 1 suú (% 1,19) S. warneri ve 1 suú (%
1,19) da S. chromogenes olarak tanılanmıútır. Tanılanan stafilokok
suúlarının tür isimleri ve Api Staph test panellerinden elde edilen
identifikasyon de÷erleri Çizelge 4.’7de verilmiútir.
Örnekleme sürecinde 99 adet KEAA petrisinden toplam 12 tane
eskulin hidrolizi pozitif olan suú izole edilmiú, söz konusu suúlar
morfolojik ve biyokimyasal testlerle genus düzeyinde tanılanırken, Api
20 Strep (Biomeriaeux, France) identifikasyon sistemiyle de tür
düzeyinde
tanılanmıútır.
Eskulin
pozitif
olup,
morfolojik
ve
biyokimyasal testlerde de enterokok özelli÷i göstermeyen 3 izolat, api
testiyle
“Aerococcus viridans 1” olarak
tanılanmıú, enterokok
izolatlarının da 2 si (% 22,22) “E. faecalis”, 7’si (% 77,77)
“E.
faecium” olarak identifiye edilmiútir. Tanılanan bu suúlar ve Api 20
Strep test panelleriyle elde edilen identifikasyon de÷erleri Çizelge
4.8’deki gibidir.
116
øzolatlara ait bazı Api 20 Strep ve Api Staph
identifikasyon panellerinin görüntüleri
øzolatlara uygulanan Api Staph (Biomerieux, France) ve Api 20
Strep (Biomerieux, France) identifikasyon panellerinden, 24 saat
inkübasyondan sonra elde edilen örnek görüntüler, ait oldukları
suúların isimleri ile birlikte
ùekil 4.25, 4.26, 4.27, 4.28, 4.29’da
gösterilmiútir.
ùekil 4.25: Aerococcus viridans 1 (ID: % 99,6 ; T: 0,59)
ùekil 4.26: Enterococcus faecium (ID: % 98,8 ; T: 0,8)
117
ùekil 4.27: Enterococcus faecalis (ID: % 99,7 ; T: 0,66)
ùekil 4.28: Staphylococcus aureus (ID: % 97,8 ; T: 1,0)
ùekil 4.29: Staphylococcus xylosus (ID: % 99,8 ; T: 0,58)
118
Çizelge 4.7: Konvansiyonel Testlerle ve Api Staph (Biomerieux,
France) øle Tanılanan Staphylococcus Türleri
Suú No
Tanılanan Tür
% ID
T
1
S. xylosus
% 78,3
0,37
2
S. xylosus
% 99,9
0,25
3
S. xylosus
% 85,3
0,31
4
S. lentus
% 98,2
0,55
5
S. aureus
% 40.5
0,7
6
S. haemolyticus
% 92,5
0,98
7
S. haemolyticus
% 43,7
0,72
8
S. aureus
% 80
0,4
9
S. lentus
% 98,2
0,55
10
S. aureus
% 94,9
0,49
11
S. aureus
% 97,8
1
12
S. xylosus
-
-
13
S. xylosus
% 78,3
0,37
14
S. xylosus
-
-
15
S. xylosus
% 85,3
0,31
16
S. xylosus
% 85,3
0,31
17
S. lentus
% 94,1
0,41
18
S. xylosus
% 85,3
0,31
19
S. hominis
% 81,0
0,93
20
S. xylosus
% 98,1
0,83
21
S. xylosus
% 97,6
0,3
22
S. aureus
% 97,8
1
23
S. xylosus
% 78,3
0,37
24
S. aureus
% 77,7
0,9
25
S. xylosus
% 99,0
0,51
26
S. aureus
% 88,4
0,9
119
Çizelge 4.7 (Devam)
Suú No
Tanılanan Tür
% ID
T
27
S. hominis
% 57,1
0,86
28
S. aureus
% 97,8
1
29
S. aureus
% 80,0
0,4
30
S. aureus
% 97,8
1
31
S. aureus
% 98,1
0,9
32
S. xylosus
% 97,6
0,3
33
S. hominis
% 75,5
0,93
34
S. xylosus
% 99,8
0,58
35
S. aureus
% 97,8
1
36
S. xylosus
% 98.1
0,73
37
S. xylosus
% 98.1
0,73
38
S. aureus
% 95,5
0,67
39
S. xylosus
% 40,9
0,37
40
S. aureus
% 92,5
0,75
41
S. hominis
% 75,5
0,93
42
S. saprophyticus
% 87,4
0,49
43
S. chromogenes
% 68,0
0,74
44
S. aureus
% 90
0.8
45
S. haemolyticus
% 38,2
0,65
46
S. aureus
% 97.8
1
47
S. aureus
% 97.8
1
48
S. aureus
% 97.8
1
49
S. warneri
% 74.6
0,79
50
S. haemolyticus
% 43,7
0,72
51
S. haemolyticus
% 96,6
0,51
52
S. haemolyticus
% 43,7
0,72
53
S. aureus
% 94,1
0,86
54
S. hominis
% 75.5
0,93
55
S. hominis
% 81,0
0,93
56
s. xylosus
% 92,3
0,58
120
Çizelge 4.7 (Devam)
Suú No
Tanılanan Tür
% ID
T
57
S. lugdunensis
% 35,8
0,73
58
S. haemolyticus
% 85,6
0,65
59
S. lugdunensis
% 69,7
0,74
60
S. aureus
% 98,1
0,9
61
S. aureus
% 98,1
0,9
62
S. hominis
% 72,5
0,79
63
S. aureus
% 88,4
0,9
64
S. aureus
% 77,7
0,9
65
S. epidermidis
% 80.8
0,89
66
S. aureus
% 77,7
0,9
67
S. aureus
% 40,5
0,7
68
S. haemolyticus
% 47,1
0,73
69
S. haemolyticus
% 47.1
0,73
70
S. aureus
% 40,5
0,7
71
S. aureus
% 97,8
1
72
S. aureus
% 88,1
0,61
73
S. aureus
% 40,5
0,7
74
S. aureus
% 98,1
0,9
75
S. aureus
% 58,8
0,38
76
S. haemolyticus
% 90,1
0,67
77
S. aureus
% 97,8
1
78
S. aureus
% 97,8
1
79
S. haemolyticus
% 90,1
0,67
80
S. haemolyticus
% 47,1
0,73
81
S. haemolyticus
% 90,1
0,67
82
S. aureus
% 85,1
0,81
83
S. aureus
% 98,1
0,9
84
S. aureus
% 86,4
0,53
(ID: Identifikasyon Derecesi, T: Tipe uygunluk (Tipisite))
121
Çizelge 4.8 : Konvansiyonel Testlerle ve Api 20 Strep
(Biomerieux, France) øle Tanılanan Enterococcus ve
Aerococcus Türleri
øzolat No
Tanılanan Türler
% ID
T
1E
Aerococcus viridans 1
% 99,6
0,59
2E
Aerococcus viridans 1
% 99,6
0,59
3E
Enterococcus faecium
% 98,8
0.8
4E
Enterococcus faecium
% 98,8
0,8
5E
Enterococcus faecalis
% 99,7
0,66
6E
Enterococcus faecalis
% 79,8
0,52
7E
Enterococcus faecium
% 89,8
0,61
8E
Enterococcus faecium
% 85,6
0,57
9E
Aerococcus viridans 1
-
-
10E
Enterococcus faecium
% 98,6
0,7
11E
Enterococcus faecium
% 97,8
0,39
12 E
Enterococcus faecium
% 98,8
0,8
(ID: Identifikasyon Derecesi, T: Tipe uygunluk (Tipisite))
4.4 Antibiyotik Duyarlılık Testi Sonuçları
Disk
difüzyon
yöntemiyle
yapılan
antibiyotik
duyarlılık
testlerinde ölçülen , stafilokok suúlarına ait zon çapları Çizelge 4.9’da,
enterokok ve aerokok suúlarına ait zon çapları da Çizelge 4.11’de
verilmiútir. Staphylococcus suúlarındaki antibiyotiklere direnç oranları
da Çizelge 4.10’da, Enterococcus suúlarının antibiyotiklere direnç
oranları da Çizelge 4.12’de gösterilmiútir.
122
Çizelge 4.9: Stafilokok Suúlarının Antibiyotik Duyarlılık Zon Çapları ( mm)
Suú
C
CN
AMC
SXT
AMP
OX
CXM
CIP
DA
VA
IMP
NV
1
24
25
35
32
32
16
16
19
23
22
0
9
2
19
20
38
19
36
25
25
20
27
21
9
21
3
22
20
19
0
8
13
15
11
24
19
0
0
4
19
18
20
0
9
13
32
17
44
23
9
26
5
20
17
22
0
0
13
18
9
26
20
0
20
6
18
19
19
17
7
13
20
11
20
21
0
15
7
22
8
11
0
0
0
0
0
25
19
0
20
8
19
25
22
22
21
11
10
18
0
21
0
23
9
22
0
13
0
0
0
0
0
30
19
0
22
10
20
14
20
0
8
15
17
9
27
18
7
22
11
20
20
24
0
14
16
16
10
26
22
0
9
12
17
0
11
0
0
0
0
0
28
19
0
24
13
21
24
22
18
9
12
17
20
28
20
10
29
14
17
18
17
0
0
12
18
9
17
20
0
17
15
25
24
30
0
28
25
30
24
29
24
11
26
16
26
26
30
0
32
25
30
23
31
21
11
24
17
26
28
44
30
40
19
18
24
38
23
8
25
18
28
30
45
15
44
38
30
26
34
22
14
25
19
26
28
36
32
34
0
19
23
32
23
0
0
20
23
24
32
28
29
16
17
21
32
21
0
7
21
21
26
28
0
20
11
0
0
28
23
0
0
22
25
24
32
0
35
22
28
24
32
22
8
30
23
22
21
42
0
40
25
26
25
29
22
9
26
24
22
21
38
0
34
25
25
27
30
21
10
27
25
23
22
34
24
28
12
20
20
30
22
0
0
26
24
21
22
20
24
12
18
0
0
21
0
26
27
24
24
20
15
10
0
0
23
31
23
0
23
28
10
26
32
30
36
18
20
27
30
22
0
10
29
30
30
22
20
12
0
15
26
30
23
9
20
123
Çizelge 4.9 (Devam)
Suú
C
CN
AMC
SXT
AMP
OX
CXM
CIP
DA
VA
IMP
NV
30
24
23
30
22
16
26
32
30
44
20
11
30
31
0
25
17
15
10
10
9
24
0
22
0
25
32
21
29
21
0
19
0
0
20
30
23
0
0
33
10
24
28
21
14
18
18
23
23
21
8
25
34
0
28
36
26
30
14
20
24
24
22
0
0
35
9
23
40
32
40
18
18
26
25
24
0
0
36
0
28
36
30
32
12
18
23
22
23
0
0
37
8
30
36
30
30
12
18
23
23
22
0
0
38
29
30
40
24
32
16
19
25
22
24
7
0
39
23
27
38
26
32
14
12
27
22
23
0
0
40
20
22
25
21
14
17
24
20
23
20
8
25
41
21
25
26
17
14
18
28
23
26
22
22
25
42
22
23
21
24
9
0
20
29
32
25
20
28
43
30
32
24
0
0
0
0
21
24
21
26
19
44
0
38
28
0
0
0
11
0
0
23
30
20
45
22
23
32
0
34
20
30
32
37
26
35
29
46
23
16
30
0
17
20
14
18
23
20
36
20
47
19
15
25
20
20
20
20
18
27
20
30
20
48
20
15
25
22
15
20
20
16
28
20
32
20
49
20
25
26
24
10
20
23
20
24
25
35
22
50
21
18
22
20
12
18
18
19
22
23
32
22
51
21
22
30
0
29
21
24
25
24
22
27
22
52
23
26
30
0
32
20
20
24
26
22
34
25
53
19
0
22
24
11
17
20
20
26
21
34
18
54
22
24
23
25
8
13
0
21
23
22
28
21
55
22
20
21
25
12
16
13
22
26
22
30
26
56
32
26
38
24
30
16
20
23
34
22
38
0
57
24
22
24
26
13
16
15
24
29
23
32
25
58
24
0
19
26
8
9
11
0
24
22
32
23
124
Çizelge 4.9 (Devam)
Suú
C
CN
AMC
SXT
AMP
OX
CXM
CIP
DA
VA
IMP
NV
59
24
22
36
21
32
26
24
20
26
20
34
21
60
25
15
20
28
10
0
0
0
0
22
34
20
61
26
38
32
0
17
0
24
20
26
22
34
22
62
29
35
28
26
22
20
27
0
24
23
25
27
63
28
0
24
0
12
0
18
28
0
22
35
30
64
25
24
22
0
13
12
17
23
27
22
23
25
65
30
25
23
20
15
19
16
25
29
24
23
30
66
24
24
22
0
12
10
16
24
28
22
24
24
67
24
10
12
0
0
0
0
0
29
20
28
20
68
28
20
15
0
22
18
14
0
28
21
28
20
69
32
20
14
0
0
0
0
0
30
22
26
23
70
22
23
22
0
13
16
12
22
19
22
30
22
71
26
26
29
22
19
24
22
24
30
22
44
28
72
22
23
24
0
11
13
15
0
0
21
30
21
73
22
0
10
0
0
0
0
0
0
23
0
26
74
23
26
25
0
12
16
18
22
26
21
25
22
75
23
0
14
0
0
0
0
0
0
22
30
24
76
20
22
31
0
28
23
26
25
24
21
30
21
77
26
24
32
22
15
26
28
22
30
21
38
26
78
23
20
31
24
16
24
22
21
25
22
38
24
79
23
20
30
0
28
23
24
27
25
23
27
25
80
30
36
32
0
13
15
19
24
26
22
34
19
81
24
25
26
25
16
22
11
29
30
23
37
28
82
22
25
20
0
9
9
11
0
22
22
29
18
83
24
26
20
0
11
11
0
0
32
22
20
24
84
0
22
21
19
13
12
18
36
40
20
40
32
(C:kloramfenikol,CN:Gentamisin,AMC:Amoksisilin/Klav.Asit.,SXT:Trimetoprim/Sulfametoksaz
ol, AMP:Ampisilin, Ox:Oxacilin, CXM: Sefuroksim, Cıp:Siprofloksasin, DA: Klindamisin,
VA:Vankomisin)
IMP
10
30
AMC
30
%13,79-R
%51,72-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%17,24-R
%0-R
C 30
VA
%3,44-I
R
%58,6-R
%28,57-
%6,89-I
25
%41,37-R
%0-R
%42,8-I
R
%15,38-
%89,4-R
%5,2-I
R
%38,46-
%0-R
%0-R
%30,7-I
%69,2-R
%7,7-I
%38,4-R
%0-R
%7,69
R
%38,46-
%76,9-R
S.
haemoly
N=13
R
%15.78-
%0-R
%10.5-I
%15,7-R
%5,2-I
%42,1-R
%26,3-I
%21-R
%0-R
SXT
CIP 5
%5,26-I
%0-R
DA 2
%5,26-R
%3,44-I
%3,44-I
%73,68
%42,1-R
S.
xylo.
N=19
%31,0-R
%13,8-R
%14,85-I
R
R
%30,4 -R
%14,85-
%14,28-
%82,75-R
%100-R
S.
aureus
K(-)
N=29
CN
10
OX 1
10
AMP
S.
aureus
K(+)
N=7
R
%14,28-
%0-R
%0-R
R
%14,28-
%14,28-I
% 0-R
R
%14,28-
%0-R
%0-R
R
%57,14-
%85,7-R
S.
hominis
N=7
%100-R
%33,3
%0-R
%0-R
%66,6
%33,3-I
%33,3-R
%0-R
%33,3
%66,6-R
%66,6-R
S.
lentus
N=3
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%50-R
%50-R
S.
lugdun.
N=2
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%100-I
%0-R
%0-R
%0-R
%100-R
S.
warner
N=1
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
R
S.
epider
N=1
%100-
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%100-R
%0-R
%0-R
%0-R
%100-R
%100-R
S.
chromo
N=1
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%0-R
%100-R
%100-R
S.
sappro.
N=1
Çizelge 4.10 : Tanılanan Stafilokok Suúlarının Antibiyotiklere Direnç Oranları ( R: Dirençli, I: Orta duyarlı )
125
125
126
Çizelge 4.11 Enterococcus ve Aerococcus Türlerinin Antibiyotik Duyarlılık Zon
Çapları (mm)
Suú
No
C
CN
AMC
SXT
AMP
OX
CXM
CIP
DA
VA
1E
36
0
30
0
12
0
0
16
34
28
2E
28
0
23
0
11
0
0
0
42
30
3E
26
10
12
0
0
0
0
0
10
25
4E
27
10
11
0
0
0
0
0
11
23
5E
8
14
26
0
26
0
9
15
9
21
6E
17
14
25
0
24
0
11
15
8
20
7E
19
12
25
0
25
0
0
11
24
23
8E
0
0
32
12
30
0
0
0
26
29
9E
28
0
28
0
26
0
0
14
36
26
10E
20
0
0
0
0
0
0
0
0
25
11E
19
0
0
0
0
0
0
0
0
24
12E
26
11
12
0
0
0
0
0
11
26
(C:kloramfenikol,CN:Gentamisin,AMC:Amoksisilin/Klav.Asit.,
SXT:Trimetoprim/Sulfametoksazol, AMP:Ampisilin, Ox:Oxacilin,
CXM: Sefuroksim, Cıp:Siprofloksasin, DA: Klindamisin, VA:Vankomisin )
Çizelge 4.12:Tanılanan Enterococcus Suúlarının Antibiyotiklere Direnç
Oranları ( R: Dirençli, I: Orta duyarlı )
Suúlar
C
CN
AMC
SXT
% 50
D
D
D
E. faecalis
E. faecium
%
14,8-
D
R
(D: Duyarlı ; R: Dirençli)
D
D
AMP
%
50-R
%
71,4-R
OX
CXM
D
D
D
D
CIP
%
100-R
%
100-R
DA
VA
D
100-
%
D
%
D
100D
127
Antibiyotik Duyarlılık Zon Çaplarının De÷erlendirilmesi
ùekil 4.30’da görüldü÷ü gibi, her antibiyotik diskinin etrafında
oluúan zonların çapları ölçülmüú ve izolatların bu antibiyoti÷e
duyarlılı÷ı NCCLS standartlarıyla karúılaútırılarak de÷erlendirilmiútir
(Bkz. Çizelge 3.6, Çizelge 3.7). Buna göre 36 S. aureus suúundan 11
tanesi (%30,55) oksasiline dirençli
ve 5 tanesi de (% 13,88) orta
duyarlı bulunmuútur. Dirençli suúlar, 29, 31, 44, 60, 61, 63, 66, 67, 73,
75 ve 82 nolu suúlardır ve “Metisiline Dirençli Staphylococcus aureus
(MRSA)” olarak tanımlanmıútır. Çalıúmamızda tespit edilen metisiline
orta duyarlı S. aureus suúları, 8, 26, 64, 83 ve 84 nolu izolatlardır.
ùekil 4.30: Antibiyotik disklerinin bazı izolatların
Muller Hinton Agar büyüme ortamında oluúturdu÷u zonlar
Di÷er KNS suúlarından 28’i
(%58,33) oksasiline dirençli
(MRKNS), di÷erleri duyarlı bulunmuútur. Metisiline direnç oranları
sırasıyla S. xylosus suúlarında % 73,68, S. epidermidis’de % 0, S.
lentus’da % 66,66, S.lugdunensis’de % 50, S. warneri’de % 0, S.
saprophyticus’da % 100, S. cromogenes’de % 100, S. hominis’de %
57,14 olarak tespit edilmiútir.
128
S. aureus suúlarının di÷er antibiyotiklere duyarlılık oranlarına
bakıldı÷ında koagulaz (+) S. aureus suúlarının tamamı ampisiline
dirençli iken, koagulaz (-) S. aureus suúlarının % 82,75’inin dirençli
oldu÷u ve koagulaz (-) S. aureus’ larda % 82,75, koagulaz (+) S.
aureus’ larda ise % 100 görülen direnç oranı ile S. aureus suúları
arasında en fazla direnç tespit edilen antibiyoti÷in ‘ampisilin’ oldu÷u
görülmüútür. S. aureus ve di÷er KNS suúlarının en duyarlı oldukları
antibiyotik ise vankomisin olarak saptanmıútır (% 0 direnç).
MRSA’lardaki
direnç
oranlarına
bakıldı÷ında,
oksasiline
dirençle birlikte çoklu direcin de geliúti÷i görülmüútür. 8 MRSA
suúunun ( % 72,72) dört ve daha fazla antibiyoti÷e dirençli oldu÷u
saptanmıútır. MRSA’ ların antibiyotiklere direnç oranları sırasıyla,
vankomisin’e % 0, siprofloksasine % 54,5, kloramfenikole % 18,1,
amoksisilin klavulonik asite % 36,6, gentamisine % 36,6 olarak
bulunmuútur.
Çalıúmamızdaki Enterococcus türlerinde antibiyotik direnç
oranlarına bakıldı÷ında; 7 E. faecium ve 2 E. faecalis suúunun
hiçbirinde vankomisine direnç saptanmamıútır. Buna karúılık bütün
enterokok suúları
(% 100) siprofloksasine dirençli bulunmuútur.
Ampisiline dirence bakıldı÷ında ise, E. faecium suúlarının 5 tanesi (%
71,4) ampisiline direnç göstermiú, 2 tanesi (% 28,5) duyarlı
bulunmuútur. E. faecalis suúlarından 1’i (% 50) kloramfenikole dirençli
iken, di÷eri (%50) orta duyarlı bulunmuú, E. faecium suúlarının ise
sadece 1 tanesinde (% 14,28) kloramfenikole direnç tespit edilmiútir.
NCCLS standartlarında “Enterococcus spp., sefalosporinler,
aminoglikozidler (yüksek düzey direnç taraması hariç), klindamisin ve
trimetoprim/sülfametoksazol in vitro olarak aktif görünebilirler, ancak
klinik olarak etkili de÷ildirler ve izolatlar duyarlı olarak bildirilmelidir.”
129
denmiútir, dolayısıyla çalıúmamızda enterokok suúları, test edilen
trimetoprim/sülfametoksazol, amoksisilin klav.asit , oksasilin,
gentamisin ve klindamisin gibi antibiyotiklere dirençli görünseler de
duyarlı olarak bildirilmek durumundadır.
4.5 øzolatların Dahil Oldu÷u Genusların Özellikleri
Gram pozitif koklar, filogenetik ve fenotipik özellikleri farklı 15
genus içermektedir (Sneath et al.,1986). Bu genusların sadece birkaç
tane fizyolojik ve morfolojik ortak özelli÷i vardır. Hepsi gram pozitiftir,
kemoorganotroftur, mezofiliktir ve spor oluúturmazlar. Fakat hücre
diziliúleri, oksijen ihtiyaçları, katalaz ve sitokrom oluúturmalarına göre
iki gruba ayrılır.
1. grupta katalaz veya sitokromdan en az birini içeren gr (+) koklar
bulunur.
Staphylococcus,
Micrococcus,
Planococcus,
Deinococcus ve Stomatococcus cinsi bu grubu meydana getirir.
2. grupta katalaz negatifler bulunur. Bu grup iki alt gruba
bölünebilir:
a- Fakültatif anaerobik veya mezofilik koklar: Streptococcus,
Leuconostoc, Pediococcus, Aerococcus ve Gamella genusları
bu gruptadır.
b- Anaerobik
koklar:
Peptococcus,
Peptostreptococcus,
Ruminococcus, Coprococcus ve Sarcina’lardır.
Stafilokoklar, Micrococcacae familyası içinde yer almaktadır. Bu
familyada, gram pozitif, yuvarlak ve 0.5 – 3.0 µm çapında, düzgün ve
ya düzensiz koloniler meydana getiren, nadiren hareketli olmasına
karúın genellikle hareketsiz, hücre duvarlarındaki peptidoglikan’da
bulunan diamino asitleri L-Lysine olan koklar bulunmaktadır. Aerobik
130
veya fakültatif anaerobik, kemoorganotrof koklardır. Bu familya,
Micrococcus,
Staphylococcus,
Stomatococcus
ve
Planococcus
genuslarından oluúur. Bu genusların DNA’larındaki G + C oranlarında
(% 30 - 75 mol) ve hücre duvar yapılarında farklılıklar olmasına karúın;
nükleik asit hibridizasyon deneyleri ve 16 S rRNA sıralarının
incelenmesi sonucunda bu dört genus tek familyada toplanmıútır.
4.5.1
Staphylococcus genusunun özellikleri
Hücreleri küresel, 0.5-1.5 µm çapında, tekli, çiftler, tetradlar
veya karakteristik özelli÷i olan üzüm salkımı úeklinde olabilmektedir.
Gram-pozitif ve hareketsizdirler. Hücre duvarı, peptidoglikan ve
teikoikasit içerir. Peptidoglikanda diaminoasit veren L-lysine’ dir.
Fakültatif anaerobturlar. Anaerobik tür olan S. saccharolyticus
hariç, aerobik úartlar altında büyüme daha hızlı ve yo÷undur.
Genellikle katalaz pozitiftir. Ço÷u strain, %10 NaCl varlı÷ında ve 18–
40˚ C arasında büyümektedir.
Kemoorganotrofturlar; respiratör ve fermentatif metabolizma
söz konusudur. Bazı türler ço÷unlukla respiratör iken, bazı türler
fermentatiftir.
menaquinonlar,
Elektron
transport
sistemi
(ETS),
doymamıú
sitokrom a ve b (S. caseolyticus ve S. sciuri’ de
sitokrom c)’ den oluúmaktadır. Ço÷u türde karotenoid pigmenti
bulunabilir. Anaerobik úartlar altında glukozdan D ve/veya L-laktik asit
üretilir. Karbonhidratlar ve/veya aminoasitler, karbon ve enerji kayna÷ı
olarak kullanılabilir. Aerobik olarak çeúitli karbonhidratlardan asit
oluúturabilirler. Ço÷u tür için glukoz fermentasyonunda ana ürün laktik
asittir, oksijen varlı÷ında ise ana ürünler asetik asit ve CO2’dir.
131
Besin ihtiyaçları de÷iúkendir. Aminoasitler ve B grubu vitaminler
kesin olmak kaydı ile organik bir azot kayna÷ına ihtiyaç duyarlar. Bazı
türler ise, temel azot kayna÷ı olarak (NH4)2SO4 kullanırlar. Sadece
anaerobik büyüme gösteren türler, urasil ve/veya fermente edilebilir
bir karbon kayna÷ına ihtiyaç duyabilir (Sneath et al.,1986).
Stafilokok türleri fenotipik özellikleri ve DNA/DNA iliúkilerine
göre 4 gruba ayrılır:
1. S. epidermidis grubu : S. epidermidis, S. capitis, S.
warneri,
S.
haemolyticus,
S.
hominis
ve
S.
saccharolyticus.
2. S. saprophyticus grubu: S. saprophyticus, S. cohnii ve S.
xylosus.
3. S. simulans grubu: S. simulans ve S. carnosus.
4. S. sciuri grubu: S. sciuri ve S. lentus
S. aureus, S. auricularis, S. intermedius, S. hycius ve S.
caseolyticus bu grupların dıúında tutulurlar.
Staphylococcus genusu içerisinde çok sayıda tür olmasına
karúın sadece 17 tür insanda üretilebilmiútir. Stafilokoklar, insan ve
hayvanlarda fırsatçı patojendirler ve insan vücudunun çeúitli yerlerinde
kolonize olurlar. S. aureus, normal insanların, hastane personelinin
veya hastanede tedavi gören hastaların % 70’inin burun mukozasına
kolonize olurken, S. aureus’un kolonize olmadı÷ı kiúilerin % 90100’ünün burun mukozasında ise S. epidermidis bulunmaktadır. S.
hominis ve S. haemolyticus, aksiler, inguinal ve perineal deride, S.
capitis baú derisinde, S. auricularis dıú kulak yolu derisinde bulunur.
S. saprophyticus özellikle üroepitelyal hücrelere yapıúma özelli÷inde
oldu÷undan ürogenital mukozada bulunur (Sneath et al., 1986).
132
1. Staphylococcus aureus
Hücreler yuvarlak, 0.5 - 1.0 µm çapında,
tekli veya çiftler
halinde olabilir. Koloniler, S tipinde; yuvarlak, düzgün kenarlı, parlak,
kabarık, tam veya yarısaydamdır. Stafilokokların üremesi için
kullanılan ve seçici olmayan ortamda (P Agar), tek kolonilerin çapı 6 –
8 mm olabilir. Altın sarısı renginde pigmente sahiptir. BPA üzerinde,
lesitinaz aktivitesinden dolayı etrafı berrak bir zonla çevrilmiú, koloni
çevresinde de beyaz ince bir kuúa÷a sahip (lipaz aktivitesi) 2-2.5 mm
çapında siyah, parlak renkli yuvarlak, düzgün kenarlı koloniler
úeklinde
gözlenir.
Atipik
S.
aureus
suúlarında
berrak
zon
bulunmayabilir.
Fakültatif anaerobtur, fakat en iyi aerobik úartlarda ürer.
Katalaz, aerobik olarak büyüyen hücreler tarafından üretilebilir. Bu
katalaz, di÷er türlerinkinden immunolojik olarak farklıdır. Katalaz,
respiratör
mekanizması
bulunmayabilir.
Çeúitli
yetersiz
olan
katalaz-negatif
mutant
türlerde
strainler,
hiç
hastalık
proseslerinden izole edilmiútir.
Büyüme, % 10 NaCl konsantrasyonunda iyidir, % 15 NaCl
konsantrasyonunda nadir olarak zayıftır. Ço÷u strain 10 – 45 ˚ C
arasında büyüyebilirken optimum büyüme sıcaklı÷ı 37˚ C’ dir.
pH
aralı÷ı 4.2 ve 9.3 arasıdır (optimum pH 7.0 - 7.4).
Glukoz, laktoz, maltoz ve mannitolden aerobik ve anaerobik
olarak asit üretirler. Fruktoz, galaktoz, mannoz, riboz, sukroz, trehaloz,
turanoz ve gliserolden aerobik olarak asit oluútururlar. Bir kaç strain
laktoz,
galaktoz,
oluúturmazlar.
turanoz
Arabinoz,
veya
ksiloz,
mannitolden
ksilitol,
saptanabilir
melezitoz,
asit
sellobiyoz,
gentiobiyoz, sorbitol, inositol, salisin, adonitol, dulsitol, arabitol,
133
eritritol, eritroz, rafinoz, mellibiyoz, fukoz, ramnoz, liksoz, sorboz veya
dekstrinden asit oluúturmazlar.
Eskulin ve niúasta genellikle hidrolize edilmez. Hyaluronik asit,
hyaluronik asit liyaz
(stafilokokal hyaluronidaz) tarafından hidrolize
edilebilir. Uygun hücre duvarı glikanları (Örn; Micrococcus luteus
hücre
duvarları)
endo-ȕ-N-acetylglucosaminidase
(stafilokokal
lizozim) tarafından parçalanabilir.
Büyüme için, organik bir azot kayna÷ına ve B grubu vitaminlere
ihtiyaç duyar. Nitratları sahip oldu÷u nitrat redüktaz enzimleri
sayesinde redükte edebilir. Argininden arginin dihidrolaz yardımıyla
amonyak oluútururken, üreyi de üreaz enzimi yardımıyla hidrolize
eder. Ço÷u strain hemoglobin, fibrin, yumurta akı, kazein gibi
hayvansal proteinleri ve jelatin gibi polipeptidleri hidrolize edebilir.
Bazı strainler lesitinaz üretebilir. S. aureus’un
yumurta sarısının
rengini bu özelli÷i sayesinde açmasından faydalanılarak hazırlanan
“Baird Parker Agar” bu türün tanılanmasında çok önemli bir yer
tutmaktadır.
Koagulaz hemen hemen tüm strainler tarafından üretilmektedir.
Koagulazın saptanması, S. aureus’un rutin identifikasyonunda oldukça
önemlidir, fakat ilave bazı karakterlerin de tespit edilmesi zorunludur,
çünkü koagulaz pozitif di÷er türler (S. intermedius) veya koagulazı
de÷iúken türler (S. hyicus)’den ayırt edilmesi gerekir.
En az 4 farklı hemolizin enzimi üretilmektedir. Bunlar Į, ȕ, Ȗ, į
hemolizinlerdir. Hemen hemen tüm strainler hemolizinlerin birini veya
birkaçını bir arada içermektedir. ȕ hemolizin, daha çok hayvan orijinli
strainler tarafından üretilmektedir.
Ço÷u
strain,
besin
zehirlenmelerine
neden
olan
çeúitli
enterotoksinler üretmektedir. S. aureus’un tanımlanmasında indikatör
134
olarak kullanılan bir di÷er özellik de ço÷u strainin içerdi÷i “ısıya
dayanıklı stafilokokal nukleaz (DNase, TNase, thermonuclease,
phosphodiesterase)
enziminin
bulunmasıdır.
Bazı
strainler,
“stafilokokin” adı verilen antibiyotik benzeri maddeler de üretmektedir.
S. aureus starinlerinin ayırt edilmesinde “faj tiplendirmesi” nin
kullanımı oldukça yaygındır.
DNA/DNA hibridizasyon çalıúmaları,
insanlardan izole edilen S aureus strainleri ile çeúitli hayvan
kaynaklarından izole edilen S. aureus strainlerinin çok yakın iliúkili (%
75’in üzerinde DNA homolojisi) oldu÷unu göstermiútir.
Fenotipik karakterizasyonuna bakıldı÷ında, S. aureus strainleri,
birbirinden kesinlikle farklı olan konukçu türlerde ( sı÷ırlar, domuzlar,
yabani tavúan, kümes hayvanları, insanlar) yaúamaktadır.
S. aureus’ un en önemli habitatı, nazal membran yapıları, deri
ve mukoza, daha az miktarda da gastrointestinal sistem ve sıcakkanlı
canlıların genital sistemleridir. Nazal taúıyıcılık oranı, uzun süreli
hospitalizasyonda önemli miktarda artabilmektedir.
S. aureus, oldukça yaygın infeksiyonlara neden olan potansiyel
bir patojendir. Sebep oldu÷u majör infeksiyonlardan bazıları; deri ve
mukoza infeksiyonları ( abse, sivilce, sakal ve kıl kökü iltihabı, kan
çıbanı, dolama, ter bezi iltihabı, göz kapa÷ı iltihabı), bademcik
infeksiyonları, farenjitler, anjinler ve peritonsiller abselerdir. Ayrıca deri
döküntülü hastalık olarak toksik úok sendromuna, sepsis, endokardit,
pnömoni, gıda zehirlenmesi ve enteritlere neden olmaktadır (Sneath
et al, 1986).
2. Staphylococcus epidermidis
Kültürlerinde
ve
infeksiyon
materyalinden
yapılan
direkt
preparatlarda, dörtlü, ikili ve düzensiz gruplar halinde veya tek tek
135
koklar halinde görülür. Kanlı agar’da kirli beyaz renkte ve S. aureus’a
göre daha küçük, konveks, düz ya da granüllü yüzeye sahip koloniler
oluúturur. Bazıları sarı ya da turuncu pigmentli olabilir. % 7.5 NaCl’lü
ortamda iyi üremekle beraber % 10 NaCl’de üremesi güçleúir.
Novobiocin’e (Mic ” 2 mg/ml) duyarlıdır. S. aureus’tan koagulaz
negatif olması, mannitole etki etmemesi ve alfatoksin üretmemesi
özellikleri ile ayrılır.
Deri ve üst solunum yolları mukozasında bulunur. Fırsatçı
patojen olan S. epidermidis, yumuúak dokuların abselerinden,
yaralarından, pnömoni, artrit, menenjit, ampiyem, sepsis, endokardit,
konjonktivit, sistit gibi infeksiyonlardan izole edilmiútir (Anonim, 1).
3. Staphylococcus xylosus
ønsan ve hayvan derisinde kommensal olarak yaúayan toprakta,
suda ve di÷er çevresel kaynaklarda bulunabilen koagulaz-negatif
stafilokok türlerinden biridir. Fırsatçı bir infeksiyon etkeni olarak
tanımlanmaktadır. S. saprophyticus’la ortak olarak novobiyosine
direçlidir.
Biyokimyasal
olarak
oldukça
aktif
bir
türdür;
karbonhidratların büyük bir kısmından asit oluúturabilmektedir. En çok
izole edildi÷i infeksiyonlar, nazal dermatit, piyelonefrittir (Sneath et al.,
1986).
4. Staphylococcus lugdunensis
Staphylococcus genusunun bir üyesidir ve ilk defa 1988 yılında
endokardit, septisemi ve osteomiyolit gibi çeúitli infeksiyonların etkeni
olarak kaydedilmiútir. Staphylococcus genusunun bir üyesidir ve insan
derisinde komensal olarak bulunan bir türdür. Kok úeklindeki hücreler
genellikle kümeler halinde bulunur.
136
S. lugdunensis, geçmiúte S. aureus, S. hominis ve di÷er türlerle
karıútırılmıú ve yanlıú tanımlamalar yapılmıútır. En belirgin özelli÷i S.
aureus gibi koagulaz enzimine sahip olmasıdır fakat S. lugdunensis’in
salgıladı÷ı koagulaz, S. aureus’unki gibi “serbest koagulaz” de÷il,
hücreye ba÷lı olarak salgılanan “ba÷lı koagulaz” enzimidir. Bu yüzden
laboratuar testlerinde, lam testiyle yapılan ba÷lı koagulaz testi pozitif
sonuç verirken, tüpteki koagulaz testi (serbest koagulaz) negatiftir.
Staphylococcus genusunun di÷er üyelerinin ço÷unun tersine, S.
lugdunensis,
ornitin
dekarboksilasyonu
yapabildi÷i
için
kesin
tanımlanması daha kolay bir türdür, çünkü çok az stafilokok türü bu
özelli÷e sahiptir.
S. lugdunensis kolonileri genellikle hemolitik, yapıúkan, sarı
veya krem renginde ve 48 saat inkübasyondan sonra yaklaúık 2-4 mm
çapında koloniler oluúturur. Genellikle karakteristik bir kokuya da
sahiptir (Anonim, 4).
5. Staphylococcus haemolyticus
Hücreler genellikle çiftler veya dörtlü gruplar úeklindedir. Koagulaz
üretimi
yoktur
aureus’un
ancak
klasik
hemolizinler
mevcuttur.
hemoliz enzimleriyle
Hemolizinleri
tamamen
S.
aynı de÷ildir.
Hemolitik aktivite, S. aureus kadar güçlü ve hızlı de÷ildir. Birbirine
yakın strainler novobiosine (Mic ” 2 mg/ml) duyarlıdır.
Genellikle insan derisinde bulunur. Çeúitli kutanöz hücrelerde,
nasal membran yapısında, aksillerde,
kollar ve bacaklarda az
miktarda da olsa izole edilmiútir.
Septisemi, konjonktivit, idrar yolu ve yara infeksiyonlarından izole
edilmiútir. Bu infeksiyonları yapan KNS içinde S. haemolyticus’un
oranı % 15’dir (Sneath et al., 1986).
137
6. Staphylococcus warneri
Kümeler halinde kok hücreler úeklinde bulunan, insan ve
hayvan derisinde kommensal olarak yaúayan bir stafilokok türüdür.
Koagulaz negatif bir stafilokoktur ve infeksiyonlardan nadiren izole
edilmiútir.
Genellikle
immün
sistemi
baskılanmıú
kiúilerde
infeksiyonlara sebep olabilir. Son yapılan çalıúmalarda, aslında S.
warneri’nin
sebep
oldu÷u
çeúitli
infeksiyonların
etkeninin
S.
ludgudensis olarak yanlıú tanımlanmıú olabilece÷i olasılı÷ı vardır.
Kolonileri, genellikle bej, krem veya sarı renkte ve 48 saat
inkübasyondan sonra da 2-4 mm çapındadır.
6. Staphylococcus sciuri grubu
S. sciuri grubu; Staphylococcus sciuri subsp. carnaticus,
Staphylococcus sciuri subsp. rodentium, Staphylococcus sciuri subsp.
sciuri, Staphylococcus lentus, and Staphylococcus vitulinus’ dan
oluúmaktadır
ve
bu
grubun
üyeleri
do÷ada
yaygın
olarak
bulunmaktadır. Özellikle çiftlik hayvanları, evcil hayvanlar ve vahúi
hayvanlarda
bulundu÷u
gibi,
çeúitli
hayvansal
gıdalarda
da
bulunabilmektedirler (Kloos et al.,1997).
Prensip olarak hayvanlarda bulunmasına ra÷men bu grup
üyeleri, insanda da kolonize olabilmektedir. S. sciuri grubunun, klinik
örneklerden izole edilen tüm koagulaz negatif stafilokokların % 0,79 4,3 ‘ünü teúkil etti÷i tahmin edilmektedir (Stepanovic et al, 2003).
S. sciuri grubu üyeleri, endokardit, peritonit, septik úok, üriner
sistem infeksiyonları, endoftalmit, iltihaplı pelvik hastalı÷ı ve cerrahi
yara infeksiyonlarının bir ço÷u gibi çeúitli infeksiyonlardan izole
edilmiútir.
138
7. Staphylococcus saprophyticus
Aerobik
koúullarda
üremeyi
seven,
koagulaz
negatif
ve
novobiosine dirençli bir mikroorganizmadır. Dıúkı, üretra, serviksde
normal bir flora elemanı olarak bulunur. Fırsatçı patojen olarak, idrar
yolu ve prostat infeksiyonlarından izole edilmiútir. S. saprophyticus ve
S. epidermidis, üriner sistem infeksiyonlarından izole edilen en baskın
koagulaz-negatif stafilokok türleridir (Sneath et al., 1986).
4.5.2 Enterococcus Genusunun Özellikleri
Günümüzden 100 yıl önce, Andrews ve Holder dıúkıdan izole
ettikleri, mannitol ve laktozu asit oluúturarak fermente eden, rafinozu
kullanmayan gram pozitif koklara Streptococcus faecalis adını
vermiúlerdir. 1940’ lı yıllarda karbonhidrat fermantasyon reaksiyonları
farklı ikinci bir fekal bakteri cinsi tanımlanmıú ve Streptococcus
faecium olarak adlandırılmıútır (Gültekin,2004).
Enterokoklar 1984 yılına kadar Lancefield sınıflamasında D
grubu streptokoklara dahil edilmiú,
bu yıldan sonra Kilpper - Balz
tarafından yapılan genetik çalıúmalar sonucunda Streptococcus
faecalis ve Streptococcus faecium suúlarının bu genusun di÷er
üyelerinden ayrı bir genus olarak ele alınması gerekti÷i anlaúılmıútır.
O
zamandan
beri,
bu
genusa
“Enterococcus”
denilmektedir
(Murray,1990; Schleifer and Klipper,1987).
Enterokoklar tekli, ikili ya da kısa zincirler halinde bulunan gram
pozitif koklardır. Fakültatif anaerop olup optimal üreme sıcaklı÷ı 35
°C’dir. Birçok köken +10 °C ile +45°C arasında üreyebilir. Bütün
kökenler %6.5 NaCl içeren sıvı besiyerinde ürer ve %40 safra tuzlu
139
besiyerinde eskulini hidrolize eder. Bazı türler hareketlidir. E.
cecorum,
E.columbiae
ve
E.
saccharolyticus
dıúındaki
türler
pirolidonil-ȕ-naftilamidi (PYR), tüm kökenler losin-ȕ-naftilamidi (LAP)
hidrolize eder. Sitokrom enzimleri yoktur ve glukozdan gaz yapmazlar.
Elveriúsiz
çevre
úartlarında
sürdürmeye izin veren do÷aları,
üremeye
ve
canlılıklarını
bu bakterilerin hemen her yerde
bulunmalarına neden olur. Toprakta, suda, bitkilerde, besinlerde,
çeúitli cins hayvanlarda, kuúlarda ve böceklerde bulunabilirler. Di÷er
hayvanlarda oldu÷u gibi enterokoklar, insanlarda da gastrointestinal
flora (1 g dıúkıda 105 ila 107 organizma) ile kadın genital florasının
üyesidirler ( Greene et al, 1962).
1. Enterococcus faecalis
Gastrointestinal flora üyesidir. A÷ız, hapatobiliyer sistem ve
vajinadan da izole edilmiútir. ønsan kaynaklı infeksiyonlardan en sık
sorumlu tutulan türdür. Ayrıca çeúitli hayvanlarda da bulunur. Üriner
infeksiyon ayrıca yara, periton sıvısı, derin pelvik apse, endokardit ve
kan kültürlerinden izole edilmiútir. Beta hemolitiktir. %6,5’luk NaCl ve
pH 9,6 da ürer.
2. Enterococcus faecium
ønsan
ve
sı÷ırların
gastrointestinal
sisteminde
bulunur.
Yiyecek, sebze ve yemlerden de izole edilmiútir. øki biyotipi vardır.
E.faecalis’e göre antimikrobiyallere daha dirençlidir. Alfa hemolitiktir.
%6,5’luk NaCl ve pH 9,6 da ürer.
Enterokoklar,
çevre
úartlarına
son
derece
dayanıklı
bakterilerdir. 60 °C’de 30 dakika ısıtılmaya dayanırlar. Geniú bir pH
spektrumunda üreyebilirler. E. faecalis’in safra tuzları ile deterjanların
140
letal duzeylerine adapte oldukları gösterilmiútir. Uygun olmayan
temizlik
(dekontaminasyon
ve
dezenfeksiyon)
rejimlerinde
canlılıklarını sürdürebilirler, bu da özellikle hastane ortamında kalıcı
olmalarını sa÷lar (Gültekin, 2004).
Son yıllarda önemli hastane infeksiyonlarının etkenleri arasında
yer alan enterokoklar, özellikle çeúitli nedenlerle immün sistemi
baskılanmıú veya hematolojik maligniteli hastalar ile intravasküler
katater veya protez uygulanan hastalardan sıklıkla izole edilmeye
baúlamıútır. Bircok epidemiyolojik çalıúma, enterokokların hastane
ortamında insandan insana, sa÷lık çalıúanlarının elleri aracılı÷ı ile
veya kontamine araç gereç ile yayıldı÷ını göstermiútir (Montecalvo et
al., 1994).
Agregasyon maddesi, sitolizin, superoksid yapımı, lipoteik asit,
jelatinaz gibi virulans faktörleri vardır, ancak yine de düúük virulanslı
mikroorganizmalardır (Gültekin, 2004).
Enterokokların
faktörler
hakkındaki
epidemiyolojik
insanda
bilgiler
çalıúmalarla
patojenitelerine
kısıtlıdır.
enterokokal
Ancak
katkıda
yine
bekteriyemili
bulunan
de
yapılan
hastalarda
mortalitenin %31-37 arasında oldu÷u gösterilmiútir. Buna ra÷men
enterokoklar intrinsik olarak S.aureus gibi virulan bakteriler de÷illerdir.
Orofarinkse kolonize oldukları halde nadiren alt solunum yolu
infeksiyonu yaparlar. Ço÷u enterokokta da klasik virulans faktörleri
yoktur. øntrinsik antimikrobik dirençleri, antibiyotik tedavisi altındaki
hastalarda yaúamalarına ve ço÷almalarına izin verir. Bu sebeple geniú
spektrumlu antibiyotik kullanan hastalarda süperinfeksiyonlara yol
açarlar. Enterokoklar kalp kapakçıkları ve renal epitel hücrelerine
yapıúabilme
özelliklerinden
dolayı,
endokarditve
üriner
sistem
infeksiyonları yaparlar. Agregasyon substansı denilen ve plazmidle
141
kodlanan bir protein, mikroorganizmanın kümeleúmesine ve böylece
plazmid aktarımının artmasına yol açtı÷ı gibi, deneysel endokardit
modellerinde kardiyak vejetasyonlara ve renal-intestinal epitele
adheransta rol oynadı÷ı sanılmaktadır (Moellering,2000).
Yine bir çok araútırmacı özellikle E.faecalis ve bazı E.faecium
suúları tarafından salınan insan, tavúan, sı÷ır ve at eritrositlerine karúı
hemolizi aktive eden plazmid aracılı hemolizinlerin virulansta önemli
rolü oldu÷unu öne sürmüútür. Yine bu hemolizinlerin deneysel
infeksiyon modellerinde letalite ve toksisiteyi arttırdı÷ı ve nozokomiyal
bakteriyemi sonrasi ani ölüm riskini 5 kat artırdı÷ı gösterilmiútir
(Koneman et al, 1997).
Neden oldukları baúlıca infeksiyonlar bakteriyemi, cerrahi yara
infeksiyonu, üriner infeksiyon ve endokardittir (Gültekin, 2004).
Günümüzde enterokoklar bölgeden bölgeye de÷iúmekle birlikte
hastanede yatan hastalar arasında sık görülen patojenler arasında
ücüncü sıraya yükselmiútir. Nozokomiyal infeksiyonların yaklaúık
%12’sinden sorumludur. Kan kültürlerinden izole edilen enterokokların
%69.9’u
gerçek
bakteriyemi
etkeni,
bunların
da
%79.9’u
nozokomiyaldir. Bakteriyemi kayna÷ı genellikle genitoüriner sistem
veya kontamine intravenoz gereçlerdir. Enterokok infeksiyonlarında
mortalite %13.1’dir (øncecik, 2002).
Türler arasında nozokomiyal infeksiyona en sık neden olan E.
faecalis’tir (%85-89). E. faecium ise infeksiyonların yaklaúık %1015’inden sorumludur. Di÷er türler (E. durans, E.gallinarum ve
E.casseliflavus) daha nadir görülür (<%5). Son zamanlarda özellikle
kan kulturu izolatlarında, E.faecalis’in E.faecium’a 3,7:1 olan oran
1,9:1’e düúmüútür (Edwards, 2000).
142
E. faecalis ve E. faecium hastaların yaúamını en fazla tehdit
eden türlerdir ve antibiyotik direnci özellikle bu türler arasında problem
oluúturmaktadır. Amerika Birleúik Devletleri ve Avrupa’da bircok
merkezde nozokomiyal E. faecium izolatlarının %50’si vankomisine
dirençli bulunmaktadır. Bu kökenlerin büyük bir ço÷unlu÷u enterokok
infeksiyonlarının tedavisinde kullanılabilecek ço÷u antibiyoti÷e
de dirençlidir (Gültekin, 2004).
4.5.3 Aerococcus genusunun özellikleri
Aerococcus genusunun üyeleri 1.0-2.0 µm çapında koklardır ve
dörtlü gruplar oluútururlar. Gram pozitif ve mikroaerofildirler. Katalaz
negatif olup kanlı agarda alfa hemoliz
Aerococcus viridans 1’dir ve
yaparlar. Bilinen tek türü
genellikle saprofit bir bakteridir. Bazı
endokardit vakalarından ve hastane ortamından izole edilmiútir
(Anonim,1)
4.5.4 Pseudomonas aeruginosa’nın özellikleri
Ço÷u toprak ve suda bulunur. Glikozu oksidasyon yoluyla
parçalayan fakat fermentasyon yapmayan bakterilerdir.
ønsanda patojen olan bu bakteriler, gram (-), katalaz (+), sitrat
(+), metil kırmızısı (-), Voges Proskauer (-), aerobik, polar flagellası
(0.5*1.5-3 mikron boyutlarında) ile hareket edebilen çubuk úekilli
bakterilerdir. Genellikle tek hücreler halinde görünürler, fakat bazen
üreme esnasında, birkaç hücrenin bitiúik kalarak kısa zincirler teúkil
ettikleri görülür. Genç kültürler, üzerinde büyüyebildi÷i ortamlarda
genellikle mavi-yeúil bir pigment çıkarır. Kültür yaúlandıkça bu renkler
143
kahverengine döner. Proteolitik ve lipolitik aktivite göstermektedirler.
Aerobik olmaları nedeni ile gıdaların yüzeyinde hızlı geliúebilmeleri
sonucu okside ürünler ve mukoz madde oluútururlar. Kendi geliúmeleri
için
gerekli
geliúme
faktörleri
ve
vitaminleri
sentezleme
yetene÷indedirler (Anonim, 2).
Di÷er Pseudomonaslar gibi Pseudomonas aeruginosa da
piyosiyanin (mavi-yeúil), piyorubin (kırmızı-kahverengi) ve flöressein
(yeúil-sarı ve flöresan) gibi pigmentler üretir. Flöresseini tüm
Pseudomonaslar oluúturabilirken; piyosiyanini sadece Pseudomonas
aeruginosa oluúturabilir. Pseudomonas spp.’nin pigment üretimlerini
arttırmak için Pseudomonas agar P ve F gibi özel besiyerleri
geliútirilmiútir. Bazı ortak ortamlara cetrimide ilave edilerek pigment
üretimi uyarılabilir (Sneath et al., 1986).
Hemoglobini
tam
olarak
hemoliz
etti÷inden
kanlı
agar
besiyerindeki kolonilerin etrafında temiz ve berrak zon oluúturur.
Pseudomonas aeruginosa, in-vitro koúullarda, inci beyazı koloni
görüntüsü ve üzümsü kokusuyla tanınır. Organizmanın kesin tanısı
42 °C’de üreme yetisinin ve pigment üretiminin incelenmesiyle konur.
Kurumaya dirençlilikleri zayıftır. Pseudomonas aeruginosa motorin ve
karosen
içinde
büyüyebilir.
Süt
içinde
de
iyi
ürer,
sütün
pıhtılaúmasında ve çıkardı÷ı pigmentten dolayı sütün yeúil renk
almasına neden olur. Bu özelli÷i sayesinde “hidrokarbon kullanan
bakteriler (HUM)“ ünvanını kazanmıútır. HUM bakterileri mikrobiyal
korozyona sebep olurlar. HUM bakterileri, hidrokarbon bazlı yakıtların
üzerinde bazen yanlıúlıkla “algae“ olarak adlandırılan, koyu yeúil ve
jölemsi katmanlar oluútururlar. Kanlı agarda hemoliz yaparlar. Kanlı
agarda üreyen klinik izolatlar, sıklıkla beta hemolitiktirler.Jelatin ve
144
koagule
plazmayı
eriterek
parçalarlar.
Glikozu
oksidatif
yolla
parçalayıp asit yaparlar. Laktoz ve sakkarozu kullanamazlar. Oksidaz
(+) olmaları ile Enterebacteriaceae familyası üyelerinden ayrılırlar.
Asetamini
deamine
ederek
amonyak
oluútururlar.
Niúastayı
etkilemezler. Katalaz ve sitrat reaksiyonları (+) tir. øndol ve
hidrojensülfür oluúturmazlar, L-arjinin dihidrolaz oluútururken, lisin
dekarboksilaz ve ornitin dekarboksilaz oluúturmazlar. Metil kırmızısı ve
Voges-Proskauer testlerine negatif sonuç verirler. Nitratı nitrite
redükte ederler. Potasyum siyanüre dirençlidirler. P.aeruginosa,
P.fluorescens’ den ayrı olarak metilen mavisini ve prontosilin rengini
giderir (Anonim, 2)
P. aeruginosa özellikle, ba÷ıúıklık yetersizli÷i olan hastalarda
solunum ve idrar yollarının, yanıkların ve açık yaraların fırsatçı
patojenidir.
Aynı
zamanda
kanda
da
infeksiyonlar
yapabilir.
Nozokomial infeksiyonların %10’u P. aeruginosa sebebiyledir. Kistik
fibrozis hastaları, P. aeruginosa infeksiyonlarına özellikle yatkındırlar.
P. aeruginosa kirli küvet ve jakuziler gibi su kalitesinin düúük oldu÷u
durumlarda,
maruz kalındı÷ında dermatite sebep olabilir. P.
aeruginosa piperacillin, imipenem, tobramisin ve siprofloksasin gibi
antibiyotiklerle tedavi edilebilir. Penisilin ve di÷er Beta Laktam
antibiyotiklerine
karúı
do÷al
olarak
dayanıklıdır
(Anonim,
2).
145
5. SONUÇ - TARTIùMA
Nozokomiyal infeksiyonlar, tüm ülkelerde oldu÷u gibi ülkemizde
de oldukça önemli bir sa÷lık sorunudur. Hastanede yatıú esnasında
veya taburcu olduktan hemen sonra ortaya çıkan bu sekonder
infeksiyonlar mortalite ve morbiditede oldukça büyük bir artıúa neden
olmaktadır.
Sadece A.B.D’de yılda 2 milyon kiúi nozokomiyal
infeksiyona yakalanmaktadır (øncecik,2002).
Nozokomiyal infeksiyonlara neden olan patojenler, daha önce
de belirtti÷imiz gibi, tıbbi müdahaleler esnasında kullanılan kontamine
aletler, sa÷lık personelinin elleri, yiyecekler, su ve ya hava yoluyla vb.
taúınır ve hastada kolonize olur, hastanın immun sisteminin zayıf
düútü÷ü uygun bir anda da infeksiyona neden olur. En sık karúılaúılan
bulaúma yolu, personel veya tıbbi aletlerle direkt temas iledir. Hava
yolu ile bulaúma, özellikle protez operasyonlarında ve uzun süreli
entübasyona maruz kalan hastalarda daha sık karúılaúılan bir
durumdur.
Mikroorganizmalar
cansız
yüzeylerde
uzun
süre
canlılıklarını sürdürebilmekte (Kramer et al, 2006), havada da
partiküllere tutunmuú halde uzun süre bulunabilmektedirler. Havada
asılı olarak bulunan damlacıklar, cilt döküntüleri, tozlar vb. partiküllere
tutunarak canlılı÷ını sürdüren pek çok bakteri , fungus ve ya virüs,
solunum yoluyla taúınıp hastaların özellikle solunum sistemine
yerleúip çeúitli infeksiyonlara sebep olmaktadır.
Mortalite ve morbiditenin en yüksek oldu÷u nozokomiyal
infeksiyonlar, özellikle yo÷un bakım ünitelerinde ortaya çıkmaktadır ve
ømmün sistemi baskılanmıú, yo÷un antibiyotik tedavisi altındaki
hastalar buradaki baúlıca risk grubudur. Yo÷un bakım ünitelerinde
146
antibiyotiklere direnç geliútirmiú kökenlerle daha sık karúılaúılması da
tedaviyi güçleútiren ve maliyeti arttıran en önemli etkenlerden biridir.
Ameliyat
sırasında
yapılan
ölçümler,
ameliyat
ekibinin
bulundu÷u ortamın en yüksek partikül konsantrasyonuna sahip
oldu÷unu
göstermektedir.
Ameliyathanelerde
partikül
ve
mikroorganizmaları tamamen yok etmek mümkün de÷ildir. Fakat
partikül ve mikroorganizma sayısını düúürmek mümkündür. Bu da
ancak, ameliyathaneye partikül ve mikroorganizmalardan arındırılmıú
havanın verilmesi ve ameliyathane içindeki partikül konsantrasyonu
yüksek
olan
havanın
ortamdan
uzaklaútırılması
ile
mümkün
olmaktadır. Bu da ameliyathanelerdeki havalandırmanın önemini
göstermektedir (Mobedi, 2003).
Özellikle yo÷un bakım üniteleri ve ameliyathaneler gibi steril
alanlarda havanın mikroorganizma konsantrasyonunun belirli bir
seviyenin altında tutulması gerekir. Bunu sa÷layan da , havalandırma
sistemleri, laminar hava akım üniteleri, hepa filtreler ve UV
lambalarıdır. Çalıúmamızda hava örne÷i alınan her iki hastanenin de
ameliyathane bölümlerinde,
bu sistemler bulunmaktadır ve aktif
olarak çalıúmaktadır.
Hastanelerdeki, ameliyathane salonları, yo÷un bakım üniteleri
ve post operatif odalar gibi 1. sınıf ortamlardaki havanın toplam
partikül konsantrasyonu ile ilgili olarak ülkemizde esas alınan standart
“ISO 14644-1” uluslar arası standardına göre hazırlanmıú olan “TS
11605 EN ISO 14644-1” standardıdır ve bu standarda göre ISO 5
sınıfında de÷erlendirilen ameliyathane bölümlerinde, m3’de bulunması
gereken maximum partikül adedi 3.520 olarak belirtilmiútir (Çizelge
2.4). Ancak ameliyathane bölümlerindeki havada bulunması gereken
mikroorganizma konsantrasyonu ile ilgili bir standart olmamasına
147
ra÷men, bununla ilgili yapılan bazı çalıúmalar ve öneriler vardır. Air
Microbe Index’e göre , transplantasyon odaları gibi çok riskli
bölgelerde canlı mikroorganizma miktarı 1 m3 havada 10 cfu’dan az
olması önerilirken, ameliyathaneler ve yo÷un bakım ünitelerinde 70
cfu’dan az, hasta servis odaları ve di÷er odalarda ise 300-400 cfu
arasında
olması
önerilmektedir
(Cucchiara
et
al.,
1994).
Çalıúmamızda, dezenfeksiyon öncesi hava örne÷i alınan, 1 nolu
hastanenin ameliyathane bölümlerindeki ortalama mikroorganizma
miktarı
22.33
cfu/m3
iken,
dezenfeksiyon
sonrası
18
cfu/m3
bulunmuútur. 2 nolu hastanede ise dezenfeksiyon öncesi ortalama 12
cfu/m3 olan de÷er, dezenfeksiyon sonrası 29 cfu/m3 olarak sayılmıútır.
Sonuçlardan da anlaúılaca÷ı gibi örnek alınan hastanelerin her ikisinin
de ameliyathane havasındaki toplam mikroorganizma yükü, Air
Microbe Index’e göre de÷erlendirildi÷inde, tehlike teúkil edecek
boyutlarda olmadı÷ı görülmüútür.
Ayrıca 2 nolu hastanenin dezenfeksiyon öncesi ölçümleri
dezenfeksiyon sonrası daha düúük bulunurken, 1 nolu hastanede tam
tersi bir durum söz konusu olmuútur. Buradaki toplam canlı sayılarının
ortalamasını etkileyen örnekleme 1. ay örneklemesidir. Çünkü 1 nolu
hastanede, 1. ay örneklemede, ameliyathane bölümlerinden alınan
hava örneklerindeki canlı sayısı,
dezenfeksiyondan önce ve sonra
olmak üzere sırasıyla, 1. salonda 10 cfu/m3 – 70 cfu/m3, 2. salonda 10
cfu/m3 – 135 cfu/m3, 3. salonda 25 cfu/m3 – 30 cfu/m3, ameliyathane
koridorunda 15 cfu/m3 – 100 cfu/m3, post- operatif odada ise 5 cfu/m3
– 0 cfu/m3 olarak ölçülmüútür. Ortalamasına bakılacak olursa
da;
canlı sayısı dezenfeksiyon öncesi 13 cfu/m3 iken dezenfeksiyondan
sonra 67
cfu/m3’ye yükselmiútir. Bunun sebebi araútırıldı÷ında,
dezenfeksiyondan önce yapılan örneklemede aktif olarak çalıúan
148
havalandırma sistemi ve hepafiltrelerin hafta sonu kapatıldı÷ı
ö÷renilmiú, dolayısıyla da dezenfeksiyon sonrası yapılan örneklemede
havadaki ortalama mikroorganizma yükünde 5 kat artıú olmuútur. 1
nolu hastanenin ameliyathane bölümlerinin toplam canlı sayısı 0 -135
cfu/m3 arasında ölçülen 1. ay örneklemesinden sonra, durmaksızın
çalıútırılan hepafiltreler sayesinde, 2. ve 3. ay örneklemelerindeki
toplam canlı sayısı 0-55 cfu/m3 ‘e düúmüútür.
Bu
çalıúmanın
amaçlarından
biri
de
hastanenin
steril
alanlarında yapılan yüzey ve hava dezenfeksiyon iúlemlerinin,
havadaki mikroorganizma yüküne etkisinin olup olmadı÷ını görebilmek
olmuútur.
Ameliyathane
bölümlerinde
yapılan
yüzey
ve
yer
dezenfeksiyonlarını, havanın kontaminasyonu açısından düúünecek
olursak, havaya karıúabilecek toz partiküllerinin azaltılması açısından
önemli oldu÷unu kabul etmek gerekir.
Bu sebeple bu çalıúmada ,
dezenfeksiyon iúlemleri, havanın mikrobiyal yükünü etkileyebilecek
bir kriter olarak de÷erlendirilmiú ve hastanenin sadece ameliyathane
bölümlerinden, haftalık rutin olarak yapılan dezenfeksiyondan 1 gün
önce ve 1 gün de sonra olmak üzere ayda 2 kez hava örnekleri
alınmıútır. Her iki hastanede de haftalık dezenfeksiyon için izlenen
prosedür benzerdir ve her vaka sonrası ameliyathane salonundaki
atıkların toplanması, yerlerin 1 nolu hastanede hippoklorik asit ile 2
nolu hastanede ise klor tabletle hazırlanmıú solusyonla silinmesi,
haftalık rutin olarak ameliyat masası, ameliyat lambası gibi yüzeylerin
çeúitli dezenfektanlarla silinmesi gibi prosedürleri içermektedir.
Havanın dezenfeksiyonuna yönelik 2 nolu hastanede havalandırma
sistemi ve elemanları dıúında bir uygulama bulunmazken, 1 nolu
hastanede yüzey dezenfeksiyonunun yanı sıra hava dezenfeksiyonu
da
uygulanmaktadır.
Bunun
için
her
hafta
sonu
genel
149
dezenfeksiyondan sonra, havalandırmalar kapatılıp, (C. tesi günleri)
içeri÷i “didecyl di methylammoniumhlorid” olan bir dezenfektan, buhar
úeklinde ortama verilmekte, daha sonra tüm ameliyathane bölümleri
tamamen
kapalı
olarak
2
saat
süresince
buharın
etkisinde
bekletilmekte ve 2 saat sonunda tekrar havalandırma sistemi
çalıútırılmaktadır. Buna ra÷men daha önce belirtildi÷i gibi 1. ay
örneklemesinde, filtrelerin çalıúmadı÷ı hafta sonu , rutin olarak bu
hava dezenfektanı uygulanmıú, ancak filtreler olmaksızın tek baúına
etkinli÷inin yeterli olmadı÷ı görülmüútür. Buradan da anlaúıldı÷ı üzere,
ameliyathaneler vb. steril alanlarda, havanın mikrobiyolojik kontrolünü
sa÷layan en önemli kriter,
etkin ve kesintisiz bir úekilde çalıúan
havalandırma
elemanlarıdır.
sistemi
ve
Dezenfeksiyon
öncesi
ortalama canlı sayısı 22,33 (+-20,6) cfu/mölçülen 2 nolu hastanenin
ise, dezenfeksiyon sonrası toplam canlı sayısı 18,0 (+-19,98) cfu/m
olarak
ölçülmüútür. Herhangi bir kimyasal madde ile hava
dezenfeksiyonu yapılmamasına ra÷men, hafta sonu ölçümlerinde,
havanın mikrobiyal yükündeki bu azalma, havalandırma sistelerinin
kesintisiz bir úekilde çalıúmasının yanısıra, dezenfeksiyon öncesi
ölçümler hafta içi yapılırken, dezenfeksiyon sonrası ölçümlerin hafta
sonu
yapılması
nedeniyle
mikroorganizma
konsantrasyonunun,
yapılan operasyon dolayısıyla da insan trafi÷iyle orantılı olarak, hafta
sonu daha düúük olmasına ba÷lanmıútır. 1 nolu hastanede de benzer
úekilde, dezenfeksiyon sonrası ölçümler dezenfeksiyon öncesine göre
(1. ay örneklemesi hariç) anlamlı olarak düúük bulunmuútur, Ancak bu
düúüúün de yine aynı úekilde hafta içi-hafta sonu hasta yo÷unlu÷u
arasındaki farka ba÷lı olabilece÷i düúünülmektedir. Sonuç olarak; her
iki hastanede de dezenfeksiyonun etkinli÷ini ve hava kalitesi üzerine
etkisini ölçmek için daha kapsamlı bir araútırmaya ihtiyaç vardır.
150
Ritter et al. (1975) ’ın 7 ameliyathane salonu ve bir
ameliyathane
koridorunda
yaptıkları
ölçümlerde;
ameliyathane
salonlarının boú ve kapısının kapalı oldu÷u durumlarda ameliyathane
salonundaki havanın ortalama bakteri sayısı 13 cfu/m3, insanların
kapının dıúında yani koridorda oldu÷u fakat kapının açık tutuldu÷u
durumdaki bakteri sayısı 24,8 cfu/m3, 5 personelin de içeriye girdi÷i
durumdaki bakteri sayısının ise 447,3 cfu/m3 oldu÷u görülmüútür.
Ameliyathane bölümlerindeki havanın bakteriyel kontaminasyonunda
insanlar, en önemli kaynaktır. Çalıúmamızda yapılan tüm ölçümlerde
ameliyathane salonlarında (örnekleyici hariç) 0-1 kiúi bulunmuú,
örnekleme yapılırken ameliyathane salonlarının kapısı daima kapalı
tutulmuútur. Buna göre de÷erlendirildi÷inde, Ritter et al (1975) ’ın
çalıúmasında elde ettikleri ameliyathane verileriyle çalıúmamızdaki
veriler parelellik göstermektedir denebilir.
Ameliyathane bölümlerinin mikrobiyal kontrolünde en önemli
faktörlerin laminar hava akım üniteleri ve UV lambaları oldu÷u
saptanmıútır. Öyle ki; ameliyathanedeki laminar hava akım ünitelerinin
ve UV lambalarının yara üzerindeki
hava kaynaklı bakterileri %
90’dan fazla, ameliyathane havasındaki bakterileri de % 60’dan fazla
azalttı÷ı görülmüútür.
Yara kontaminasyonlarındaki birinci etkenin
yara üzerine düúen kontaminantlar, ikinci etkenin de kontamine
ekipmanlar ile personelin elleri oldu÷u düúünülürse, ameliyathanede
nozokomiyal enfeksiyonlarla karúı karúıya kalmamak için, içerideki
personel sayısının azaltılması, operasyon süresinin kısa tutulması ve
özellikle
havadaki
bakteriyel
konsantrasyonun
bu
tip
kontrol
üniteleriyle azaltılması oldukça önemlidir (Ritter,1999).
Fumio (2003)’ nun 2 ayrı hastanede yapmıú oldu÷u hava
örneklemelerinde,
havadaki
bakteri
yükü
ile
ortamdaki
insan
151
populasyonu arasında oldukça yüksek bir korelasyon oldu÷u tespit
edilmiútir ve dolayısıyla hava kaynaklı bakteri yo÷unlu÷unun en fazla
bekleme salonlarında oldu÷u görülmüútür. Çalıúmamızdaki ölçümler
esnasında, ameliyathane bölümlerindeki kiúi sayısı 0-3 arasında
de÷iúmiútir. 1 nolu hastanede, 3. ay örneklemede, yeni sona ermiú bir
operasyonun
ardından,
örnekleme
yapılan
bir
ameliyathane
salonunda, 60 cfu/m3 olarak ölçülen mikroorganizma yükü, aynı
úartlar altında (ısı, nem, basınç, filtrelerin çalıúma durumu) olan fakat
örnekleme esnasında ve öncesinde boú olan di÷er salonda 5 cfu/m3
olarak ölçülmüútür. Buradaki en önemli fark insan trafi÷idir. Aygen
(2004)’in de belirtti÷i gibi havada uçuúan bakterilerin en önemli
kayna÷ı operasyon odasındaki personelin cilt florasıdır ve havadaki
bakteri sayısı, odada hareket eden insan sayısı ile orantılıdır.
Dolayısıyla personelin ameliyathanede giydi÷i giysilerin mümkün olan
ölçüde cilt döküntülerine izin vermeyecek úekilde olması ve maskebone kullanımının ihmal edilmemesi gerekmektedir. Dolayısıyla her ne
kadar yüzey dezenfeksiyonu da yapılsa, havada mikroorganizma
yükünün en fazla oldu÷u anlar, filtrelerin ve havalandırma sisteminin
çalıúmadı÷ı ve insan trafi÷inin de en yo÷un oldu÷u anlardır. Bu insan
trafi÷inden daha az etkilenmenin bir yolu da ameliyat odalarının
kapısının
kapalı tutulmasıdır. Yapılan çalıúmalar kapısı kapalı
2
ameliyat odalarında m ’ye düúen koloni oluúumunun kapısı açık
ameliyat odalarından anlamlı olarak daha düúük oldu÷unu göstermiútir
(Aygen, 2004). Hasta yataklı servis odalarında durum yine insan
faktörüne ba÷lı olarak parelellik göstermiútir. Örnekleme yapıldı÷ı
esnada, odanın içerisinde bulunan hasta ve ziyaretçi sayısı, odanın
havalandırılmıú
olması
gibi
etkenler
havadaki
mikroorganizma
yo÷unlu÷unu oldukça etkilemiútir. 1 nolu hastanenin hasta odalarında,
152
3 ay süresince yapılan hava örneklemelerindeki ortalama canlı sayısı
224,44 (+-164,21) cfu/m3 iken, 2 nolu hastanedeki ortalama canlı
sayısı
536,66 (+- 409,86) cfu/m3 olarak bulunmuútur. 1 nolu
hastanenin belirli bir kamu kesimine hizmet vermesi, dolayısıyla hasta
ve ziyaretçi yo÷unlu÷unun 2 nolu hastaneye göre daha düúük
olmasının, hasta odalarındaki atmosferin mikroorganizma yükünü
etkileyen en önemli unsur oldu÷u düúünülmektedir. 2 nolu hastanenin
ise özel bir hastane olması ve toplumun her kesimine hizmet
vermesinin yanı sıra, oldukça yo÷un hasta ve ziyaretçi potansiyeline
sahip olması, ameliyathanelerdeki günlük vaka sayısının nispeten
daha çok olması gibi sebeplerle alınan hava örneklerinde daha yüksek
mikroorganizma
seviyeleriyle
karúılaúmaya
sahip
oldu÷u
düúünülmektedir.
Örneklemeler esnasında hasta odası içerisindeki kiúi sayısı
(örnekleyici hariç) 0-7 kiúi arasında de÷iúmiútir. Odadaki kiúi sayısı
arttıkça toplam mikroorganizma sayısında da artıú olmuú, penceresi
açılarak havalandırılmıú odalarda da toplam mikroorganizma yükü
daha düúük bulunmuútur. Örne÷in; Çizelge 4.1 ‘de görüldü÷ü gibi 2
nolu hastanede, 2. ay örneklemede maximum canlı sayısı 1320 cfu/m3
olarak ölçüldü÷ü esnada, odada bulunan kiúi sayısı 7 iken, hastası
yeni taburcu edilmiú boú bir odada 30 cfu/m3 olarak ölçülmüútür.
Örnekleme ve PCA sayımları esnasında, atmosferinde en yüksek
mikroorganizma sayılarına ulaúılan tüm noktalarda, ortamdaki kiúi
sayısının en az üç veya daha fazla olması dikkat çekicidir. Sonuç
olarak, odada bulunan hasta ve ziyaretçi sayısı, hastanın soludu÷u
havanın mikroorganizma miktarını önemli ölçüde etkilemektedir.
Dolayısıyla, hasta odalarında mümkün oldu÷unca ziyaretin kısa
tutulması ve ziyaretçi sayısının kontrol edilmesi, hastanın özellikle
153
hava
yoluyla
bulaúan
nozokomiyal
infeksiyonlardan
korunumu
açısından oldukça önemlidir.
2005 yılında Bouillard et al. ’ın yaptı÷ı bir çalıúmada 25 iúyeri
ofisinden alınan hava örneklerindeki
toplam canlı seviyelerinin
3
ortalama 277 cfu/m oldu÷u ve ço÷unlu÷unu gram pozitif kokların
oluúturdu÷u örneklerde, Micrococcus luteus (19/25), S. epidermidis
(16/25), S. hominis (15/25), S. lentus (2/25) ve S.sciuri (4/25)
oranında bulunmuútur. Hirohisa et al. (1998)’ nın hastanelerde yaptı÷ı
mikrobiyal ölçümlerde, klimalı ortamlardaki hava kaynaklı bakteri
populasyonu 0,03-0,74 cfu/lt (30-740 cfu/m3) arasında bulunmuútur.
Yine Augustowska and Dutkiewicz (2006) ’in bir hastanede, 1 yıl
boyunca, aylık olarak yaptı÷ı hava örneklemeleri sonucunda, hastane
atmosferindeki toplam mikroorganizma sayısı 257,1 - 436,3 cfu/m3
olarak bulunmuútur. Bizim çalıúma yaptı÷ımız 1 nolu hastanede ise
havadaki toplam mikroorganizma sayısı 40-720 cfu/m3, 2 nolu
hastanede 30-1320 cfu/m3 olarak bulunmuútur. Çalıúmamızdaki 1 nolu
hastanenin bulgularının Hirohisa et al. (1998)’ nın yaptı÷ı çalıúmanın
sonuçlarıyla
parelellik
gösterdi÷i,
2
nolu
hastanenin
toplam
mikroorganizma yo÷unlu÷unun ise di÷er çalıúmalara nazaran daha
yüksek oldu÷u görülmüútür. Air Microbial øndex (Cucchiara, et al.,
1994)’de hasta odaları ve di÷er odalarda olması gereken maximum
mikroorganizma miktarı 300-400 cfu/m3 olarak belirtilmiútir. Buna göre
de÷erlendirildi÷inde her iki hastanenin de bazı ölçümlerde oldukça
düúük mikroorganizma yo÷unlu÷una sahip oldu÷u görülürken, bazı
durumlarda da oldukça yüksek rakamlara ulaúılmıútır. Ancak ortalama
de÷erlere bakıldı÷ında, de÷erlerin tehlike arzetmedi÷i görülmektedir.
Ayrıca,
hastane
atmosferinde
saptanan
bu
mikroorganizma
yo÷unlu÷unun, Bouillard et al.’ nın normal bir ofis havasından yaptı÷ı
154
ölçümlerde tespit edilen mikroorganizma yükünden de
oldukça
yüksek olabildi÷i görülmüútür. Her ne kadar havadaki bakteri
populasyonunun ço÷unlu÷unu normal deri florası elemanları oluútursa
da, çalıúmamızda da görüldü÷ü gibi hava önemli oranda oportunistik
patojen
de
içerebilmektedir.
Bu
da
hastane
atmosferinden
kaynaklanan pek çok nozokomiyal infeksiyona zemin hazırlamaktadır.
ømmün sistemi baskılanmıú hastalar açısından havadaki bu bakteriler
özellikle solunum yolunu etkileyen
sekonder infeksiyonlar için çok
önemli bir kaynak oluúturabilir.
Bu çalıúmada, hastane havası,
nozokomiyal infeksiyonlara
neden olan bakteriler arasında, son yıllarda önemli artıúlar gösteren S.
aureus, di÷er KNS türleri, Enterococcus türleri ve P. aeruginosa
açısından
incelenmiútir. S. aureus’un izolasyonunda, bu amaçla
bütün dünyada en yaygın olarak kullanılan besiyeri olan ve ISO,FDA,
AOAC, IDF gibi uluslar arası kuruluúların önerdi÷i Baird-Parker Agar
besiyeri kullanılmıútır (Atlas, 2004). Baird-Parker Agar kullanılarak
yapılan örneklemelerde, 24-48 saat inkübasyondan sonra etrafında
yalnız mat beyaz bir kuúak bulunan siyah koloniler ile hem mat beyaz
bir kuúak hem de onu çevreleyen berrak bir zon bulunan siyah parlak
koloniler izole edilmiú, ancak bu úekilde elde edilen 45 izolatdan,
sadece etrafındaki beyaz kuúaktan sonra berrak bir zonla (lesitinaz
aktivitesi) daha çevrili olan 7 suú koagulaz testine (+) sonuç vermiútir.
Bunun üzerine, 3. ay örneklemelerinde, S. aureus izolasyonu için
alternatif bir besiyeri olarak, ayrıca CNA agar kullanılmıú ve S.
aureus’un hemoliz özelli÷inden faydalanarak, bu besiyeri ile yapılan
örneklemelerden de 39 izolat elde edilmiútir. Ancak CNA Agar’dan
izole edilen bu muhtemel stafilokok izolatlarının da hiçbiri tüpteki
koagulaz testine pozitif sonuç vermemiútir. Tüm örneklemeler sonucu
155
havadan toplam 84 tane stafilokok izolatı ve 12 de enterokok izolatı
elde edilmiútir. Yapılan tüm konvansiyonel testler sonucu izolatların
büyük bir ço÷unlu÷u tür düzeyinde identifiye edilebilirken, bazı
izolatlar, literatür suúlarından farklı özellikler göstermesi nedeniyle tam
olarak tanımlanamamıútır. Bunun üzerine hem tür düzeyinde identifiye
edilememiú bu izolatları tanımlamak, hem de konvansiyonel testlerle
identifiye
edilmiú
(Biomerieux,
suúların
France)
ve
do÷rulamak
Api
20
Strep
amacıyla,
Api
(Biomerieux,
Staph
France)
identifikasyon panellerinden yararlanılmıútır.
øzolat numaraları 46, 47, 48, 53, 61, 77,ve 78 olan suúlar,
tüpteki koagulaz testine pozitif sonuç verdikleri, mannitolü fermente
ederek, DNAse testine de pozitif sonuç vermeleri, turuncu renkli
koloniler oluúturmaları vb. bir çok ayırtedici özelli÷i taúımaları
nedeniyle (Bkz. Çizelge 4.5) konvansiyonel testlerle S. aureus olarak
tanımlanmıútır (Sneath et al., 1986). Aynı izolatlar, Api Staph panelleri
ile de aynı úekilde S. aureus olarak tanımlanmıútır. Kümelenme
faktörüne bakıldı÷ında ise, elde edilen 84 stafilokok izolatından,
koagulaz tüp testi negatif olan 77’sinin içinde,
14 tane stafilokok
suúunun kümelenme faktörüne pozitif sonuç verdi÷i tespit edilmiútir.
Kümelenme faktörü pozitif olan bu suúlar, 5, 8, 10, 24, 40, 44, 57, 59,
67, 70, 73, 75, 82 ve 84 nolu izolatlardır. Kümelenme faktörü pozitif
olmasına ra÷men di÷er biyokimyasal testlere verdi÷i yanıtları farklı
olması nedeniyle konvansiyonel testlerle tam olarak tanımlanamayan
57 ve 59 nolu izolatlar,
Staphylococcus
Api Staph identifikasyon panelleriyle
lugdunensis olarak tanımlanmıútır. Kümelenme
faktörü pozitif olan di÷er tüm suúlar ise, hem konvansiyonel testlerle
hem de Api Staph test panelleriyle S. aureus olarak tanımlanmıútır
(Bkz. Çizelge 4.7). Ancak farklı olarak, hem tüp hem de lamdaki
156
koagulaz testlerine negatif sonuç veren ve konvansiyonel testlerle S.
haemolyticus olarak tanılanan 26 ve 31 nolu izolatlar,
ødentifikasyon
panelleriyle
S.
aureus
olarak
Api Staph
tanımlanırken,
konvansiyonel testlerle S. xylosus olarak tanımlanan 41, 54, 55 nolu
izolatlar identifikasyon panelleriyle S. hominis olarak , 64 ve 66 nolu
izolatlar ise S. aureus olarak tanımlanmıútır. Farklılık gösteren di÷er
izolatlar, konvansiyonel testlerle S. haemolyticus olarak tanılanırken,
Api staph ile S. xylosus olarak tanımlanan 12 ve 13 nolu izolatlardır.
Tüm bu izolatların dıúındaki suúların tanımlanmasında konvansiyonel
testlerle Api Staph identifikasyon test panellerinin sonuçları parelellik
göstermiútir.
Sonuçta, hava örneklerinden elde edilen 84 stafilokok izolatının
hepsi tür düzeyinde identifiye edilmiú ve sonuçta 7’si koagulaz (+),
29’u koagulaz (-) olmak üzere toplam 36 suú ( % 42,85) S. aureus, 19
suú (% 22,61) S. xylosus, 13 suú (%15,47) S. haemolyticus, 7 suú
(%8,33) S. hominis, 3 suú (% 3,57) S. lentus, 2 suú (% 2,38) S.
lugdunensis, 1 suú (% 1,19) S. epidermidis,
1 suú (% 1,19) S.
saprophyticus, 1 suú (% 1,19) S. warneri ve 1 suú (% 1,19) da S.
chromogenes olarak tanılanmıútır. Örneklerde S. aureus oranının en
yüksek oldu÷u (% 42.85), onu da (% 22.61) oranla S. xylosus’un
izledi÷i görülmüútür. Havadan en az izole edilen suúlar,
epidermidis,
S. saprophyticus,
S. warneri ve
S.
S. chromogenes
olmuútur.
S. aureus suúlarının büyük bir kısmı koagulaz pozitiftir, fakat
koagulaz negatif olan atipik S. aureus suúları da mevcuttur. Ço÷u S.
aureus straini tüpteki koagulaz testine pozitif sonuç verirken, bazıları
negatif olup, lam testindeki ba÷lı koagulaz testine pozitif sonuç
vermektedir. Bazı S. aureus suúları ise her iki koagulaz testine de
157
negatif sonuç vermesine ra÷men,
moleküler testlerde S. aureus
oldu÷u saptanmıútır (Olney et al, 2001).
Benzer úekilde Obaid et al. (1999), yo÷un bakım ünitesindeki
hastalardan, koagulaz negatif S. aureus suúları izole etmiúlerdir. øzole
ettikleri bu suúlar, tüp koagulaz testine negatif sonuç verirken,
lamdaki koagulaz testine ve DNase testine pozitif sonuç vermiútir. Api
Staph ve moleküler testlerle de bu suúların S. aureus oldu÷u
ve
yapılan antibiyotik duyarlılık testlerinde de aynı zamanda metisiline
dirençli (MRSA) oldukları saptanmıútır.
Bir izolatın do÷ru bir úekilde identifikasyonu, etkili tedavi
yollarının izlenebilmesi açısından oldukça önemlidir. Koagulaz negatif
S. aureus suúlarının ortaya çıkıúı, her geçen gün artan bir problem
olmaktadır, bu sebeple klinik laboratuarlarının buna bir an önce çözüm
bulması gerekmektedir. Çünkü bu suúlar, en az koagulaz (+) olanlar
kadar virulansa sahip olup, insanlarda kolonize olarak çeúitli
enfeksiyonlara sebep olabilmekte, insandan insana yayılabilmekte ve
metisiline de direnç gösterebilmektedirler (Obaid et al., 1999). Benzer
úekilde Woo et al.’ın 2001 yılında yaptı÷ı bir çalıúmada, geleneksel
metodlarla tür düzeyinde tanımlanamayan ve tüp koagulaz testi
negatif olup, lam testinde pozitif sonuç veren stafilokok türleri, Api
testinde % 86, 8 S. aureus, % 5,1 S. warneri olarak tanımlanmıútır.
Bunun üzerine 16 S rRNA gen dizilimine bakıldı÷ında, izolatlarla S.
lugdunensis ile 28, S. haemolyticus ile 21, S. warneri ile 23 temel
farlılık olmasına ra÷men, S. aureus’la izolatlar arasında hiçbir temel
farklılık olmadı÷ı görülmüútür.
Çalıúmamızda, hastane atmosferinde, Enterococcus türlerinin
varlı÷ı da araútırılmıú ve a÷ırlıklı olarak hastane atmosferinde hangi tip
Enterococcus kökeniyle karúılaúıldı÷ına bakılmıútır. Bu amaçla,
158
enterokok türleri için eskulini hidrolize etme özelli÷i önemli bir ayırt
edici özellik oldu÷u ve Kanamycin Esculin Azide Agar (KEAA) da bu
özelli÷i ortaya çıkaran ayırt edici bir ortam oldu÷u için bu çalıúmada
enterokok izolasyonu için kullanılmıútır.
Çalıúmamız süresince 99
KEAA petrisinden sadece 12 tane eskulin (+) olan koloni ile
karúılaúılmıú, hepsi izole edilmiú ve tanılanmıútır. 1E, 2E ve 9E nolu
suúlar, geleneksel metodlarla tanılama yapılırken dahi % 6.5 NaCl’lü
ortamda büyümemesi ve anaerobik ortamda çok zayıf ve yüzeye
yakın bölgede üreme göstermesi gibi enterokoklara has tipik özellikleri
taúımamasına ra÷men, benzer özellikler taúıyabilen “E. cecorum”
olma ihtimaliyle
çalıúmadan çıkarılmamıútır.
Bergey’s Manual of
Systematic’s (Sneath et al., 1986) ve The Procaryotes (Balows et al.,
1992) kitaplarında yer alan ve enterokokların identifikasyonunda
kullanılan konvansiyonel testler (Çizelge 4.6)’e göre di÷er 9 enterokok
izolatından da 2 ‘si E. faecalis , 7 ‘si de E. faecium ‘un literatür suúları
ile benzer özellikler taúımasına ra÷men, kesin identifikasyon için
Pyrrolydonyl arylaminidase (PYRase), “Į ve ȕ glucuronidase” gibi
enzim testlerinin yapılması gereklili÷inden, bu testleri de içeren Api 20
Strep
(Biomeareux,
France)
hazır
identifikasyon
panelleri
kullanılmıútır. Sonuçta, KEAA’da üreyen ve eskulin pozitif olan 12
izolatın 3 tanesi (1E, 2E, 9E) Aerococcus viridans 1, 7 tanesi (3E, 4E,
7E, 8E, 10E, 11E, 12E) E. faecium, 2 tanesi de (5E, 6E) E. faecalis
olarak tanılanmıútır. Örnekleme süresince 99 KEAA petrisine alınan
hava örne÷inden sadece 9 tane enterokok suúu izole edilmiú ve elde
edilen enterokok strainlerinden 7 tanesi ( % 77,77) E. faecium, 2
tanesi de (% 22,22) E. faecalis olarak identifiye edilmiú, hava
örneklerinde di÷er enterokok türlerinden hiçbirine rastlanmamıútır.
159
Çalıúmamızda, Pseudomonas aeruginosa için seçici besiyerleri
olarak kullanılan Pseudomonas Agar p ve Cetrimide agar ortamlarının
hiçbirinde P. aeruginosa’yla karúılaúılmamıútır. Jones et al. (2003)’ın,
bir sistik fibrozis merkezinde yaptıkları çalıúmada, yerler, yüksek
zeminler ve tıbbi ekipmanlarla personelin elleri dahil olmak üzere bir
çok yerden örnek alınmasına ra÷men, P. aeruginosa bir tek havadan
izole edilmiútir. Yine NNIS verilerine göre, hastane kaynaklı
pnomoninin en önemli etkeni olan P. aeruginosa, bizim çalıúmamızda
havadan izole edilememiútir. Burada sebep, örnekleme yapılan
hastanelerde, atmosferin P. aeruginosa içermemesi veya çok düúük
konsantrasyonlardaiçermesi nedeniyle saptanamamıú olması olabilir.
Ayrıca, P. aeruginosa suúlarının kuraklı÷a çok dayanıklı olmaması ve
cansız, kuru yüzeylerde hayatta kalma süresinin 6 saat-16 ay (Bkz.
Çizelge 2.2)
olması nedeniyle,
havada P. aeruginosa suúlarına
rastlanmamıú olabilir.
Çalıúmamızda, her iki hastane atmosferinden izole edilen
suúlarda, bazı antimikrobiyal maddelere direnç oranlarının yüksek
oldu÷u ve ço÷ul direncin görüldü÷ü tespit edilmiútir (Bkz. Çizelge
4.10). Özellikle oksasiline dirençli suúlarda çoklu direnç mevcuttur.
Dünya’da, 1960’lardan beri MRSA suúları izole edilmekte ve
hastanelerde
hala
potansiyel
infeksiyon
etkeni
olarak
tespit
edilmektedir. S. aureus suúları için A.B.D.’de % 4.9-30 oranlarında,
Avrupa ülkelerinde % 10-40 oranlarında metisilin direnci bildirilmiútir
(incecik,2002). Bizim bulgularımızda da, S. aureus suúlarında
metisiline duyarlılık oranlarına bakıldı÷ında; 36 S. aureus suúundan
11 tanesi (% 30,55) oksasiline dirençli (MRSA) ve 5 tanesi de (%
13,88) orta duyarlı bulunmuútur. S. aureus suúlarının kendi arasındaki
direnç oranlarına bakıldı÷ında ise; koagulaz (-) suúların 10 tanesi (%
160
30,44) oksasiline dirençli iken, 5 tanesi de (% 17,24) orta dirençli
bulunmuú, koagulaz (+) suúların ise sadece 1 tanesinde (% 14,85)
direnç tespit edilmiútir. Di÷er KNS suúlarından ise 28 suú (%58,33)
oksasiline dirençli (MRKNS), di÷erleri duyarlı bulunmuútur.
Baron (2004)’a göre glikopeptidler, vankomisin ve teikoplanin
gibi
oldukça
kullanıúlı
antibiyotiklere
dahi
dirençli
S.
aureus
strainlerinin varlı÷ı kanıtlanmıútır. Bizim çalıúmamızda tanımladı÷ımız
S. aureus ve enterokok suúlarına ise en etkili antibiyoti÷in vankomisin
oldu÷u belirlenmiútir.
Dolayısıyla, çalıúmamız, birçok araútırıcının,
sefalosporinlerin MRSA ve MSSA infeksiyonlarını önlemede etkisiz
kaldı÷ı ve vankomisinin seçilebilecek antibiyotik oldu÷u úeklindeki
tespitini desteklemiútir.
Di÷er KNS suúlarına en etkili antibiyotikler de aynı úekilde
baúta vankomisin olmak üzere, kloramfenikol ve gentamisin oldu÷u
görülmüútür. S. aureus ve KNS suúlarının en az duyarlı oldu÷u
antibiyotik ise ampisilin olmuútur.
Çalıúmamızdaki enterokok strainlerininin hiçbirinde vankomisin
direncine rastlanmamıútır. Kloramfenikol direncine bakıldı÷ında ise E.
faecalis suúlarından 1’i (% 50) dirençli iken, di÷eri (%50) orta duyarlı
bulunmuú, E. faecium suúlarının ise sadece 1 tanesinde (% 14,28)
kloramfenikole direnç tespit edilmiútir.
NCCLS standartlarında
“Enterococcus spp için sefalosporinler, aminoglikozidler (yüksek
düzey
direnç
taraması
hariç),
klindamisin
ve
trimetoprim/sülfametoksazol in vitro olarak aktif görünebilir, ancak
klinik olarak etkili de÷ildirler ve izolatlar duyarlı olarak bildirilmelidir.”
denmiútir, dolayısıyla çalıúmamızda enterokok suúları, test edilen
trimetoprim/sülfametoksazol,
amoksisilin
klav.asit
,
oksasilin,
gentamisin ve klindamisin gibi antibiyotiklere dirençli görünseler de
161
duyarlı olarak bildirilmek durumundadır” dendi÷i için sadece zon
çapları verilmiútir (Bkz. Çizelge 4.11).
Bilindi÷i gibi, hastane infeksiyonu nedeniyle 2005 yılında, 1,5
ay içinde 18 bebek hayatını kaybetmiútir. Önce Manisa Üniversitesi
Tıp Fakültesi Hastanesi Yenido÷an Servisi’nde iki bebe÷in, sonra
Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Hastanesi’nde sekiz bebe÷in ve son
olarak Kayseri Erciyes Üniversitesi Gevher Nesibe Hastanesi’nde
sekiz bebe÷in hayatını kaybetmesi, senelerdir çözüm bulunamayan
‘hastane infeksiyonu’ sorununu gündeme getirmiútir. Hastanelerde
infeksiyon kontrol komiteleri ilk olarak 20 yıl önce kurulmuútur. Sa÷lık
Bakanlı÷ına ba÷lı 805 yataklı tedavi kurumunun % 80’inde infeksiyon
kontrol komitesi olmasına ra÷men aktif olarak çalıúıp çalıúmadıkları
kontrol edilemedi÷i için hastane infeksiyonları büyük bir sorun olmaya
devam etmektedir (Dilek, 2005).
Ülkemizde, temiz oda sistemleri, ameliyathanelerde, yo÷un
bakım ünitelerinde, ilaç üretim tesislerinde ve karantina odalarında
yo÷un olarak kullanılmaktadır. Gıda ve ilaç üretim tesislerine ait temiz
oda standartları bulunması ve etkin bir úekilde uygulanmadı÷ı takdirde
ekonomik kayıplarının çok büyük olması nedeniyle, bu alanlarda hava
kontaminasyonu ile ilgili denetimler iúletmeler tarafından rutin olarak
yapılmaktadır.
Ancak
hastane
havasındaki
mikroorganizmalara
yönelik temiz oda standartlarının bulunmaması, partiküllere yönelik
temiz oda standartlarının uygulanması ve takibindeki boúluklar ve
infeksiyon kontrol komitelerinin çalıúmalarındaki eksiklikler nedeniyle,
ameliyathane ve yo÷un bakım üniteleri gibi hastane infeksiyonlarının
en önemli çıkıú alanlarının hijyeni de kiúilerin inisiyatifine bırakılmıú
durumdadır. Oysa ki, temiz odalardaki bu uygulamaların eksiksiz ve
162
etkin úekilde yürütülmesi ve takibiyle nozokomiyal infeksiyonların
büyük bir bölümünün önüne geçilmiú olacaktır.
Bir hastanede yüksek hijyen standardını sa÷lamak için,
hastanelerdeki teknik ve sa÷lık personelinin disiplinli davranıúı, steril
alanların ve kullanılan aletlerin düzenli ve dikkatli bir sekilde
dezenfeksiyonunun yapılmasının yanında; yapım sırasında yer, duvar,
tavan, kapılar, pencereler ve ıúıklandırma için kullanılan malzemeler
de büyük önem taúımaktadır. Bunların kolay dezenfekte edilebilmesi,
dezenfeksiyon maddelerine dayanıklı olması, toz tutmaması ve
üzerlerinde mikropların üremesine sebep olacak pürüzlerle aralıkların
olmaması gereklidir. Hastane infeksiyonlarının bulaúmasında, canlı ve
cansız çevre, epidemiyolojik zinciri oluúturan temel faktördür. Bu
infeksiyonların bulaúmasını önlemenin en etkin yolu özellikle invaziv
uygulamalarda kullanılan alet ve cihazların dezenfekte veya sterilize
edilmesidir. Dezenfeksiyon ve sterilizasyon iúlemlerini baúarıyla
sonuçlandırmak için ise mutlaka ön temizlik yapılmalıdır. Hastane
infeksiyonlarının bulaúmasında primer araç olarak kabul edilen ellerin
yıkanması da antisepsi uygulamalarında oldukça önemli yer tutar ve
infeksiyonlardan korunma uygulamalarının bir tamamlayıcısıdır.
Hastanelerdeki tıbbi ekipman ve yüzey temizli÷i kadar havanın
temizli÷i de oldukça önemlidir. Özellikle ameliyathane ve yo÷un bakım
üniteleri
gibi
hava
sterilizasyonunun
da
sa÷lanması
gereken
bölümlerde, HEPA filtre ve havalandırma sistemlerinin rutin bakımları
yapılmalı ve etkin ve kesintisiz çalıúmaları sa÷lanmalıdır.
Yapılan bu çalıúmada, hastanelerin hasta odaları ve servis
koridorları gibi insan yo÷unlu÷unun fazla oldu÷u alanlarda ve
havalandırma sistemleriyle havanın da mikrobiyolojik kontrolünün
sa÷landı÷ı ameliyathane bölümlerinin atmosferinde bulunan ortalama
163
canlı mikroorganizma sayısının belirlenmesi ve son yıllarda hastane
infeksiyonu etkenleri arasında ilk sıralarda sayılan S. aureus, KNS,
Enterococcus spp. ve P. aeruginosa’nın hastane atmosferinde
varlı÷ının tespit edilmesi hedeflenmiútir. Sonuç olarak, örnek alınan
hastanelerin atmosferlerindeki mikrobiyal yükün, ortamdaki insan
sayısına ba÷lı olarak oldukça büyük de÷iúkenlik gösterdi÷i ve
ameliyathane bölümlerinde de atmosferin mikrobiyolojik kontrolünü
sa÷layan
en
önemli
faktörün
havalandırma
sistemleri
oldu÷u
görülmüútür. Bir kıú sezonu süresince (Aralık-Ocak-ùubat-Mart) 2 ayrı
hastanenin farklı ünitelerinde yapılan örneklemelerde, toplam 99
noktadan elde edilen 99 tane “toplam canlı sayısı” verisi, hastanelerin
atmosferinde bulunabilecek ortalama canlı sayısına dair bir fikir
oluúturmuútur.
(Cucchiara,
Elde
1994)
edilen
göre
ve
sonuçlar,
ait
oldu÷u
Air
Microbial
temiz
oda
Index’e
sınıfında
de÷erlendirildi÷inde; havadaki mikrobiyal yükün her iki hastane için
de tehlikeli boyutlarda olmadı÷ı görülmüútür. Ancak havadaki
mikroorganizma
miktarının
istatistiksel
açıdan
daha
iyi
de÷erlendirilmesi ve gerçe÷e daha yakın sonuçlar elde edilebilmesi
için daha uzun vadede ve daha fazla noktadan örnekleme yapılması
gerekmektedir. Ayrıca yapılan izolasyon ve identifikasyon iúlemlerinin
sonucunda hastane atmosferinin farklı oranlarda S. aureus (MRSA,
MSSA), KNS, Aerococcus spp ve Enterococcus ssp. içerdi÷i
görülmüútür. Ancak, bu mikroorganizmaların
hastane atmosferinde
hangi oranlarda bulundu÷unun tespit edilebilmesi için de
daha
kapsamlı bir çalıúmaya ihtiyaç vardır ve hava kaynaklı nozokomiyal
infeksiyon riskinin tam olarak belirlenmesi açısından da edinilmesi
gereken önemli bir veridir. Sonuç olarak, mikroorganizmalar her yerde
oldu÷u gibi havada da bulunabilir ve onları tamamen yok etmek
164
mümkün de÷ildir, ancak alınacak önlemlerle ve özellikle ameliyathane
ve yo÷un bakım üniteleri gibi riskli bölgelerde havalandırma
sistemlerinin kontrollü ve etkin çalıúması ile havada belirli bir seviyede
tutulmaları mümkündür. Ancak bu úekilde ve
yönetmelikleri
tam
olarak
uygulandı÷ı
infeksiyonların önüne önemli ölçüde geçilebilir.
infeksiyon kontrol
sürece
nozokomiyal
165
6. KAYNAKLAR DøZøNø
Akalın, H.E ., Kanra, G., 1993. Hastane ønfeksiyonları, 1. Baskı ,
Güne ú Kitabevi, Ankara, 127-151s.
Akçelik, M., Ayhan, K., Çakır, ø., Do÷an, H., Gürgün, V., Halkman,
A.K., Kaleli, D., Kuleaúan,H., Özkaya, D.F.,Tunail, N., Tükel,
Ç., 2000. Gıda Mikrobiyolojisi ve Uygulamaları, Ankara
Üniversitesi, Ziraat Fakültesi, Gıda Mühendisli÷i Bölümü,
Ankara, 522s.
Akova, M., 1993. Nozokomiyal Pnomoniler, Hastane ønfeksiyonları, 1.
Baskı, Güneú Kitabevi, 135-144s.
Altıntaú, S., 2006. Kahramanmaraú’ta Bazı øú Kollarında Çalıúan
Boya øúçilerinde Plazma Ve Eritrosit Membran Sialik Asit,
Glutatyon, Plazma Nitrik Oksit Ve Lipid Peroksidasyonu
Düzeylerinin
De÷erlendirilmesi,
Yüksek
lisans
tezi,
Kahramanmaraú Sütçü ømam Üniversitesi, Kahramanmaraú,
62s.
Angelina
D.,
Tselenis-Kotsowilis,
Maria,
P.,
Koliomichalis,
Papavassiliou, J., 1982. Acute Pyelonephritis Caused by
Staphylococcus xylosus, Journal Of Clinical Microbiology,
593-594pp.
166
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Anonim,
1.
Klinik
Mikrobiyolojide
Önemli
Bakteriler,
Klinik
Mikrobiyoloji (eriúim:http//www.mikrobiyoloji.org.tr; eriúim tarihi:
15.07.2007)
Anonim, 2. Pseudomonas aeruginosa, Todar's Online Textbook of
Bacteriology (eriúim: www.textbookofbacteriology.net/, eriúim
tarihi: 03. 06.2007)
Anonim, 3. Temiz Odalar ve Hastaneler, Isısan kitapları. (eriúim:http//
www.ısısan.org.tr, eriúim tarihi: 18.06. 2007)
Anonim, 4. Staphylococcus lugdunensis, from wikipedia free
encyclopedia(eriúim:http://en.wikipedia.org/wiki/Staphylococcus
_lugdunensis, eriúim tarihi: 09.08.2007)
Atlas, R.M., 2004. Handbook of Microbiological Media, Third Edition,
2051p.
Augustowska, M., Dutkiewicz, J.,2006. Variability of airborne
microflora in a hospital ward with in a period of one year, Ann
Agric Environ. Med., Vol.13, 99-106pp.
Aygen, B., 2004. Erciyes Üniversitesi Hastaneleri Hastane ønfeksiyon
Kontrol Kurulunun Organizasyon ùeması, ønfeksiyon El Kitabı.
167
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Ayliffe G A J, Lowbury E J L, Geddes A M, Williams J D, 1992.
Control of Hospital Infections, Third edition, Chapman&Hall,
London. 103p.
Balows, A., Trüper, H.G., Dworkin, M., Harder, W., Schleifer, K-H.,
1992. The Procaryotes Second Edition, A Handbook on the
Biology of Bacteria, Springer Verlag, New York. Vol 2, 14211460pp.
Baron, S., 2004. Resistance of Staphylococci to Antimicrobial Drugs,
Medical Microbiology, 4th edition, Section 1, Bacteriology,
12.Staphylococcus, 1273p.
Baskan, S., 2007. Hastane ønfeksiyonlarının Maliyeti, Ankem Dergisi,
21(Ek 2), 194-195s.
Baútürk,
S.,
2005.
Pseudomonas
Suúlarında
Escherichia
aeruginosa
Çeúitli
coli,
ve
Kinolon
Klebsiella
pneumoniae,
Acinetobacter
Grubu
baumannii
Antibiyotiklerin
Duyarlılıklarının Araútırılması, Haseki E÷itim ve Araútırma
Hastanesi, ønfeksiyon Hastalıkları ve Klinik Mikrobiyoloji Klini÷i,
østanbul, 5s.
Bennett, J.V., 1974. Nosocomial Infections due to Pseudomonas. J.
Infect. Dis. 130: p 4-7
168
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Bibero÷lu, K., Tarhan, O., 1998. Nozokomiyal Pnomoni, Hastane
ønfeksiyonları Dergisi, Vol: 2, 63-70s.
Bouillard, L., Michel, O., Dramaix, M, Devleeschouwer, M., 2005.
Bacterıal Contamination Of Indoor Air, Surfaces, And Settled
Dust, And Related Dust Endotoxın Concentrations In Healthy
Office Buildings Ann Agric Environ Med, 12, 187–192pp.
Büke, A.Ç., 2003. Ege Üniversitesi Tıp Fakültesi Hastanesi Yo÷un
Bakım Ünitesinde Çalıúan Hastane Personelinin Burunlarından
øzole Edilen Staphylococcus aureus Kökenlerinin “Pulsed-Filed
Gel Electrophoresis” Yöntemi øle Tiplendirilmesi, Uzmanlık Tezi.
Ege
Üniversitesi, Tıp Fakültesi, øzmir.
Carvalho, M. G., Steigerwalt,A.G., Morey, R. A., Shewmaker, P.L.
et al. 2004. Characterization of Three New Enterococcal
Species, Enterococcus sp. nov. CDC PNS-E1, Enterococcus
sp. nov. CDC PNS-E2, and Enterococcus sp. nov. CDC PNSE3, Isolated from Human Clinical Specimens, Journal of
Clinical Microbiology, Vol:42, N:3,1192-1198pp.
Cucchiara, P., Sucameli, M., Masellis, M., Torregrosa, M.V.,
Valentino, L., Carmeni, A., 1994. Bacteriological Monitoring In
a Burns Center, Ann. Medit. Burns. Club, Vol.7, No.2, 80p.
169
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Çalangu, S. 2002. Hastane ønfeksiyonlarının Önemi, Sterilizasyon,
Dezenfeksiyon
ve
Hastane
ønfeksiyonları
Kitabı
(Ed.ler:
Günaydın M, Esen ù, Saniç A, Leblebicio÷lu H). SøMAD
Yayınları 2002: 189-194s.
Dilek, N., 2005. ønfeksiyon Kapan Hastanelere Neúter,
Aksiyon
Haftalık Haber Dergisi, sayı:559.
Do÷anay, M., 1998. Nozokomiyal Sepsis, Önemi ve Tanımlar.
Hastane ønfeksiyonları Dergisi, 1998; 4: 179-182s.
Dündar, ø.H., 1999. Nozokomiyal ønfeksiyonlar. Ed: Dündar øH,
Salto÷lu N, Taúova, Y. Klinik Mikrobiyoloji ve Enfeksiyon
Hastalıkları Ders Notları, Adana. Ç.Ü. Tıp Fak. Yayınları, 3-13s.
Edwards, DD, 2000. Enterococci attract attention of concerned
microbiologists. ASM News 66: 540-545pp.
Erkmen, O., 1994. Nozokomiyal Stafilokok ønfeksiyonları ve Bunların
Kontrolü Üzerinde Araútırma, Gaziantep Üniversitesi, Sa÷lık
Bilimleri Enstitüsü, Doktora Tezi, Gaziantep, 92s.
Fumio, K., 2003. Survey of airborne bacteria in the 2 general hospital.
Annual Report Of Tokyo Metropolitan Institute Of Public
Health.Vol.;No.54;309-314pp.
170
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Gazi, H., Kurutepe, S., Sürücüo÷lu, S., Ecemiú, T., Özbakkalo÷lu,
B.,
2004.
Hastane
Enterococcus
Kökenli
faecium
Enterococcus
Suúlarında
faecalis
Antimikrobiyal
ve
Direnç,
Ankem Dergisi, 19 (1), 49-52s
Gerhardt, P., Murray, R.G.E., Wood, W. A., Krieg, N.R., 1994.
Methods for General and Molecular Bacteriology, American
Society for Microbiology, Washington, 611-631pp.
Grene, V.W., Vesley, D., Bond, R.G., Michaelsen, G.S., 1962.
Microbiological Contamination of Hospital Air, 1. Quantitative
Studies, School of Public Health and University Health Servise,
Uni. of Minnesota, 561-565pp.
Gönüllü, M.T., Bayhan, H., Avúar, Y., Arslankaya, E., 2002. YTÜ
ùevket
Sabancı Kütüphane Binası øç Ortam Havasındaki
Partiküllerin øncelenmesi, 4. GAP Mühendislik Kongresi, 6-8
Haziran 2002, Harran Üniversitesi, ùanlıurfa.
Gültekin, M., 2004. Enterokoklar: Mikrobiyoloji, epidemiyoloji ve
patogenez,
Önemli
ve
Sorunlu
Gram
Pozitif
Bakteri
ønfeksiyonları, Bilimsel Tıp Yayınevi, 40-121s.
Gültekin M, Günseren F., 2000. Vankomisin dirençli enterokoklar.
Hastane ønfeksiyon Dergisi, Vol: 4: 195-204 s.
171
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Hayran, M., Akalın HE., 1993. Hastane ønfeksiyonları Sürveyansı,
Hastane ønfeksiyonları, 1. Baskı, Güneú Kitabevi, Ankara, 7991s.
Hirohisa, S, Koji, O., Masato, F., Hiroyasu, T., Tokuko, K., Mizuo,
K., 1998. Environmental Conditions At Asahi University Dental
Hospital: V. Climatic Environment And Airborne Bacteria øn The
Ward. Journal Of Gifu Dental Society Vol.25;No.2; 237-246pp.
Hota, B., 2004. Contamination, Disinfection and Cross-Colonization:
Are Hospital Surfaces Reservoirs for Nosocomial Infection?,
Clin. Infect. Dis. 39 (8): 1182-9p.
Iglewski, B. H., 1996. Pseudomonas,
Medical Microbiology, 4th
edition, Section 1. Bacteriology., 1275p.
øncecik, ù., 2002, Yo÷un Bakım Ünitesi Hastane ønfeksiyonları ve
Antibiyotiklere Direnç, Çukurova Üniversitesi, Tıp Fakültesi,
Uzmanlık Tezi, 116s.
International Organization for Standardization (ISO), 2003.
Cleanrooms and associated controlled environments:
biocontamination control. Part 1: General principles and
methods. Document ISO 14698-1:2003 ISO: September 2003.
(eriúim: http://www.iso.org/ )
172
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Jones, A.M., Govan, JRW., Doherty, CJ., Dodd, ME et all., 2003.,
Cystic Fibrosis, Identification of airborne dissemination of
epidemic multiresistant strains of Pseudomonas aeruginosa at
a CF centre during a cross infection outbreak, Thorax, Vol:58,
525-527pp.
Karagöz, G., 2005. Yo÷un Bakım Ünitesinde Vankomisin Dirençli
Enterokok Taúıyıcılı÷ının Araútırılması, Dr. Lütfi Kırdar Kartal
E÷itim ve Araútırma Hastanesi, østanbul, 4 - 30s.
Kaufhold A, Podbielski A, Horaud T, et al. 1992. Identical genes
confer high-level resistance to gentamicin upon Enterococcus
faecalis, Enterococcus faecium, and Staphylococcus aureus.
Antimicrob Agents Chemother 36:1215-1218pp.
Kenter, H.M., 2002. Temiz ve Steril Alanları Planlama Kriterleri, ,
Sterilizasyon Dezenfeksiyon ve Hastane ønfeksiyonları Kitabı,
Birinci baskı, SøMAD Yayınları, 1. Bölüm, Samsun, :147-159s.
Keskin, Y., Özyaral,O., Baúkaya, R., Lüleci, N.E., Avcı, S., Acar,
M.S., Aslan, H., Hayran, O., 2005. Bir Lise Binası Kapalı Alan
Atmosferine Ait Mikrobiyolojik øçeri÷in Hasta Bina Sendromu
Açısından Ö÷retmen ve Ö÷renciler Üzerindeki Etkileri, Astım
Alerji ømmünoloji, 3(3), 116-130s.
173
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Kloos, W. E., Ballard, J. A. Webster, R. J. Hubner, A. Tomasz, I.
Couto, G. L. Sloan, H. P. Dehart, F. Fiedler, K. Schubert, H.
de Lencastre, I. S. Sanches, H. E. Heath, P. A. Leblanc, and
A. Ljungh. 1997. Ribotype delineation and description of
Staphylococcus sciuri subspecies and their potential as
reservoirs of methicillin resistance and staphylolytic enzyme
genes. Int. J. Syst. Bacteriol. 47:313–323.
Koneman E.W, Allen S.D, Janda W.M, et al,1997. “The Gram
Positive Cocci Part II, Streptococci, Enterococci and The
Streptococci Like Bacteria”. In Color Atlas and Textbook of
Diagnostic Microbiology, 5th Ed. Philadelphia: Lippincott; 1997:
577-629.
Korkmaz, A., 2005. Hastane øklimlendirme Sistemlerinde Filtre Seçimi
ve Filtrenin Önemi, Tesisat Mühendisli÷i Dergisi, Sayı:87, 5962s.
Korten, V.,1996. Hastane Enfeksiyonları, ønfeksiyon Hastalıkları,
Nobel Tıp Kitabevleri, 281-290s.
Kramer, A., Schwebke, I., Günter, K., 2006. How long do
nosocomial pathogens persist on inanimate surfaces? A
systematic review, BMC Infectious Diseases, 6:130.
174
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Kurtaran, B., Salto÷lu, N., ønal, A.S.,Taúova, Y., Özeren, A., 2005.
Nöroloji Yo÷un Bakım Ünitesinde Hastane ønfeksiyonları,
Ankem Dergisi 2005;19(3):119-124.
Lepelletier, D., Ferreol, S., Villers, D., Richet, S., 2004. Methicilline
Resistant Staphylococcus aureus Nosocomial ønfections In Risk
Factors, Morbidity and Costs, Paris, Pathological Biology,
52(8): 474-479p.
Mandell GL, Bennett JE, Raphael D (eds), 1995. Principles and
Practice of Infectious Diseases, Churchill Livingstone, New
York 4th ed, 1754p.
Manero, A., Blanch, A.R., 1999. ødentification of Enterococcus spp.
with
a
Biochemical
Key,
Applied
and
Environmental
Microbiology, Vol.65, No:10, 4425-4430pp.
Mobedi, M., 2003. Hastane Klima ve Havalandırma Sistemi, Makine
Mühendisleri Odası østanbul ùubesi, Hastane Klimaları ve
Ameliyathanelerde Hijyen, Panel, Tarih: 21.05.2003
(eriúim: http://www.mmoistanbul.org/yayin/Scripts/)
Moellering J.C, 2000 “Enterococcus Species”. In Mandell G. L, et al.
Principles and Practise of Infectious Diseases, 5th Ed.
NewYork: Churcill Livingstone; 2000: 2147-2156pp.
175
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
1WVDTGCM
QH
XCPEQO[EKP
CORKEKNNKP
CPF
COKPQIN[EQUKFGTGUKUVCPV
'PVGTQEQEEWUHCGEKWODCEVGTGOKCKPCPCFWNVQPEQNQI[
WPKV
#PVKOKETQD#IGPVU%JGOQVJGTR
Montecalvo MA, Horowitz H, Gedris C, Carbonaro C, Tenover FC,
Issah A, Cook P, Wormser GP, 1994.
Murray B. E., 1990. The life and times Enterococcus. Clin. Microbiol.
Rev., Vol:3, p 45 – 65.
Nakipo÷lu, Y., Gürler, B., 2004. Çeúitli Dezenfektan ve Antiseptik
Maddelerin Antibakteriyel Etkinli÷inin Araútırılması, Ankem
Dergisi, 18(4), 220-223s.
NCCLS, Ocak 2003. Aerop Üreyen Bakteriler için Dilüsyon Yöntemi
ile Antimikrobik Duyarlılık Testleri; Onaylanmıú Standart-Altıncı
Baskı, 30-38s (M7-A6
Cilt 23 Sayı 2 ISBN:975-6986-47-6;
ISSN:1302-5414)
NNIS System, 1996. National Nosocomial Infections Surveillance
(NNIS) System Report, data summary from January 1980-June
1996, Am J Infect Control, Vol:24, p1380.
NNIS System, 2001. National Nosocomial Infections Surveillance
(NNIS) System Report, data summary from January 1992-June
2001, Am J Infect Control; Vol:29: 404-421pp.
176
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Obaid Inaam, A. Al., Udo, E.E., Jacob, L.E., Johny, M., 1999.
Isolation
and
Characterization
of
Coagulase-Negative
Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus from Patients in an
Intensive Care Unit, Medical Principles and Practice, Vol.8, N:3,
230-236pp.
Olney, V., Folly, M.M., Camargo, C., Sakyiama, H ., 2001. Detection
Of Different Staphylococcus Aureus Strains øn Bovine Milk
From Subclinical Mastitis Using Pcr And Routine Techniques,
Brazilian Journal of Microbiology, Vol. 32, N:1., 18-23pp.
Özyurt, M., 2007.
Tüberkülozun Yayılımını Önlemede Çevresel
Kontrol Önlemleri ve Dezenfeksiyon, 5. Ulusal Sterilizasyon
Dezenfeksiyon Kongresi, østanbul, 314-316s.
Perl TM., 1997. Surveillance, reporting, and the use of computers. In:
Prevention and Control of Nosocomial Infections (Wenzel RP,
ed), 2nd ed. Williams & Wilkins, Maryland,: 127-161pp.
Ritter, Merrill A. MD., 1999. Operating Room Environment, Section I,
Clinical Orthopaedics & Related Research. 369:103-109pp.
Rutala,
W.A.,
Katz,
E.B.,
Sherertz,
R.J.,
Felix,
A.,
1983.
Environmental Study of a Methicillin-Resistant Staphylococcus
aureus
Epidemic
ina
aBurn
Unit,
Microbiology, Vol.18, No.3, 683-688pp.
Journal
of
Clinical
177
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Schleifer K. H., Klipper B. R., 1987. Molecular and chemotaxonomic
approachesto the classification of streptococci, enterococci and
lactococci: Syst. Apll. Microbiol., Vol:10, 1 – 19pp.
Sherertz, R.J., Sarubbi, F.A., 1983. A three-year study of nosocomial
infections associated with Pseudomonas aeruginosa, Journal of
Clinical Microbiology, Vol.18, No:1, 160-164pp.
Sobotova, L., Noskova, T., Volekova, J., Aghova, L., 2006.
Practical Training on Nosocomial Infections in a Hospital
Environment, Indoor Built Environment Vol:15, No:1,73-76pp.
Sneath, P.H.A., Mair, N.S., Sharpe, M.E., Holt, J.G.,1986. Bergey’s
Manual of Systematic Bacteriology, Second Edition, Volume
one, 1017-1065pp.
Sönmez, E., 1998. Damar øçi Kateter Sepsisi. Hastane ønfeksiyonları
Dergisi, 4: 193-199s.
Stepanovic,S.,Dakic,I.,Morrison,D.,Hauschild,T.,Jezˇek,P.,
Petra´s,P.,Martel,A.,Vukovic,D.,Shittu,A.,Devriese,L.A.,2005
Identification and Characterization of Clinical Isolates of
Members of the Staphylococcus sciuri Group Journal Of
Clınıcal Mıcrobıology, Feb. 2005, Vol. 43, No. 2 , 956–958pp.
178
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Stepanovic, S., P. Jezek, D. Vukovic, I. Dakic, and P. Petras. 2003.
Isolation of members of the Staphylococcus sciuri group from
urine and their relationship to urinary tract infections. J. Clin.
Microbiol. Vol: 41, 5262–5264pp.
Strausbaugh,
LJ:,
2000.
Nosocomial
Principles and Practice
Respiratory
Infections.
of Infectious Diseases, 5th edition.,
Philadelphia, 3020-3027pp.
Sümerkan, B., 1998. Nozokomiyal Sepsis Etyoloji ve Mikrobiyolojik
Tanısı. Hastane ønfeksiyonları Dergisi, Vol: 4: 182-188s.
Sümerkan,
B.,
Sterilizasyon
Samsun
2002.
Vankomisine
Dezenfeksiyon
ønfeksiyon
ve
Hastalıkları
Dirençli
Enterokoklar,
Hastane
ønfeksiyonları,
ve
Klinik
Mikrobiyoloji
Araútırmaları Derne÷i, Samsun, 329-334s.
Süngü, A., 2007. Ameliyathane Havalandırma Sistemleri IVF ve
Genetik Laboratuvar Havalandırma Sistemleri, , 5. Ulusal
Sterilizasyon Dezenfeksiyon Kongresi, østanbul, 466-480s.
ùardan, Ç.,Y., 2001. Metisilin Dirençli Staphylococcus aureus
ønfeksiyonlarının Epidemiyolojisi ve Kontrolü, II. Sterilizasyon
Dezenfeksiyon ve Hastane ønfeksiyonları Kongresi, 25-28
Nisan 2001 Samsun, Kongre Kitabı, 169s.
179
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
ùener, K. 2005, Hastane ønfeksiyonları, Gülhane Askeri Tıp
Akademisi,
(eriúim: www.gata.edu.tr-/kitap, eriúim tarihi:
11.06.2007).
Tamer, A.U., Uçar, F., Ünver, E., Karaboz, ø., Bursalıo÷lu, M.H.,
O÷ultekin (Eltem), R., 1989. Mikrobiyoloji Laboratuar Klavuzu,
A.Ü. E÷.Sa÷.ve Bil. Arú. Çalıúma Yayınları , Eskiúehir, No: 74
Tenover FC, Mcgowan JE Jr., 1996. Reasons for the emergence of
antibiotic resistance. Am J Med Sci 311: 9-16pp.
Tompkins LS, Plorde JJ, Falkow S., 1980. Molecular analysis of R
factors from multiresistant nosocomial isolates. J Infect Dis
141:625-31pp.
TS, 1989. Mikrobiyoloji-Staphylococcus aureus sayımı için genel
kurallar-Koloni sayım tekni÷i, Türk Standartları Enstitüsü,
Ankara, TS 6582.
Uzun, Ö., 1997. Hastane ønfeksiyonlarının Tanımları. Hastane
ønfeksiyonları Dergisi, 1: 5-8s
Von Eiff, C., Proctor, RA., Peters, G., 2001 Coagulase-negative
staphylococci. Pathogens have major role in nosocomial
infections. Postgrad Med. 110(4):p 63-4, 69-70, 73-6.
180
KAYNAKLAR DøZøNø (devam)
Vural, T., ùekercio÷lu, AO., Ö÷ünç, D., 1999. Vankomisin dirençli
Enterococcus faecium suúu. Ankem Dergisi 13 (1): 1-4s.
Wilke, A., 1993. Hastane ønfeksiyonlarının etkenleri ve Antibiyotik
Duyarlılıkları. Hastane ønfeksiyonları, 1. Baskı, Güneú Kitabevi,
45-53s.
Woo, P. C. Y., Leung, A. S. P., Leung, K W.,Yuen, K. Y., 2001.
Identification of slide coagulase positive, tube coagulase
negative Staphylococcus aureus by 16S ribosomal RNA gene
sequencing, Mol Pathol. 2001 August; 54(4): 244–247pp.
Young Suk Won, Hyo Jung Kwon, Goo Taeg Oh, Bang Hyun Kim,
Chul Ho Lee, Yong Ho Park, Byung Hwa Hyun,Yang Kyu
Choi, 2002. Identification of Staphylococcus xylosus Isolated
from C57BL/6J-Nos2tm1Lau Mice with Dermatitis, Microbiol.
Immunol., 46(9), 629-632pp.
181
ÖZGEÇMøù
KøùøSEL BøLGøLER
Soyadı
: Aydın Çakır
Adı
: Nergüze
Tel
: +90232 3451594
e-posta
: nerguzec@hotmail.com
Do÷um Tarihi
: 13 / 08 / 1977
Do÷um Yeri
: Kırcali / Bulgaristan
EöøTøM BøLGøLERø
Bitirilen Akademik Dereceler
Derecenin Tipi Ana Çalıúma Alanı
Lisans
Çevre Biyolojisi
Yıl
1994-1998
Üniversite
Ege Üniversitesi
Çalıúılan Derece: Yüksek Lisans Çalıúması
Tezin Adı
: Nozokomiyal
ønfeksiyonlara
Neden
Olan
Bakterilerin Hastane Atmosferinden øzolasyonu ve ødentifikasyonu
Üzerine Bir Çalıúma
Enstitü
:
Ege Üniversitesi, Fen Bilimleri Enstitüsü
Yabancı Dil
:
øngilizce
Download